Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Phương pháp khuếch đại polymerase tái tổ hợp để phát hiện nhanh virus bệnh da lumpy
Tóm tắt
Virus bệnh da lumpy (LSDV) là một loại Capripoxvirus gây bệnh cho trâu bò và bú động vật. Bệnh da lumpy (LSD) gây ra tổn thất kinh tế đáng kể do hư hại da, giảm sản lượng sữa, viêm vú, vô sinh và tỷ lệ tử vong (10 %). Việc phát hiện sớm virus là rất quan trọng để bắt đầu áp dụng các biện pháp kiểm soát bùng phát phù hợp. Các bác sĩ thú y dựa vào sự hiện diện của các dấu hiệu lâm sàng đặc trưng của LSD. Các phương pháp chẩn đoán tại phòng thí nghiệm bao gồm tách virus, giải trình tự và phản ứng chuỗi polymerase (PCR) theo thời gian thực được thực hiện tại các phòng thí nghiệm được trang bị tốt. Trong nghiên cứu này, một xét nghiệm khuếch đại polymerase tái tổ hợp (RPA) đơn giản, di động và nhanh chóng để phát hiện gen LSDV đã được phát triển để sử dụng trên các trang trại. Xét nghiệm RPA LSDV được thực hiện ở nhiệt độ 42 °C và phát hiện đến 179 bản sao DNA/phản ứng trong tối đa 15 phút. Không có sự khuếch đại không đặc hiệu nào được quan sát thấy với các mẫu LSDV âm tính (n = 12) hoặc các mẫu axit nucleic từ virus orf, virus viêm miệng bò, virus cowpox, virus động vật nhai lại nhỏ (Peste des petits ruminants) và virus bệnh lưỡi xanh (các kiểu huyết thanh 1, 6 và 8). Độ nhạy lâm sàng của xét nghiệm RPA LSDV khớp 100 % (n = 22) với kết quả PCR thời gian thực. Bên cạnh đó, xét nghiệm RPA LSDV cũng phát hiện được virus đậu cừu và dê. Phương pháp RPA LSDV là một xét nghiệm nhanh và nhạy, có thể được triển khai tại hiện trường hoặc tại các khu cách ly để xác định trường hợp nhiễm LSDV.
Từ khóa
#bệnh da lumpy #virus #RPA #phát hiện nhanh #chẩn đoánTài liệu tham khảo
Sharawi SS, Abd El-Rahim IH. The utility of polymerase chain reaction for diagnosis of lumpy skin disease in cattle and water buffaloes in Egypt. Rev Sci Tech. 2011;30:821–30.
El-Tholoth M, El-Kenawy AA. G-Protein-Coupled Chemokine Receptor Gene in Lumpy Skin Disease Virus Isolates from Cattle and Water Buffalo (Bubalus bubalis) in Egypt. Transbound Emerg Dis. 2016;63(6):e288-e295.
Tuppurainen ES, Venter EH, Coetzer JA. The detection of lumpy skin disease virus in samples of experimentally infected cattle using different diagnostic techniques. Onderstepoort J Vet Res. 2005;72:153–64.
Davies FG. Lumpy skin disease of cattle: A growing problem in Africa and the Near East. World Animal Review. 1991;68:37–42.
Weiss KE. Lumpy skin disease. Monogr Virol. 1968;3:111–31.
Buller RM, Arif BM, Black DN, Dumbell KR, Esposito JJ, Lefkowitz EJ, McFadden G, Moss B, Mercer AA, Moyer RW, et al. Family Poxviridae. In: Fauquet CM, Mayo MA, Maniloff J, Desselberger U, Ball LA, editors. Virus Taxonomy: Classification and Nomenclature of Viruses. San Diego: Elsevier Academic Press; 2005. p. 117–33.
Diallo A, Viljoen GJ. Genus Capripoxvirus. Basel, Switzerland: Birkhauser; 2007.
Weiss KE. Lumpy Skin Disease Virus. In: Cytomegaloviruses Rinderpest Virus Lumpy Skin Disease Virus. Berlin Heidelberg: Springer; 1968. p. 111–31.
Morris JPA. Pseudo-urticaria. Northern Rhodesia. Dept Anim Health Ann Rpt. 1930:12.
Salib FA, Osman AH. Incidence of lumpy skin disease among Egyptian cattle in Giza Governorate, Egypt. Veterinary World. 2011;4:162–7.
Ali AA, Esmat M, Attia H, Selim A, Abdel-Hamid YM. Clinical and pathological studies on lumpy skin disease in Egypt. Vet Rec. 1990;127:549–50.
Chihota CM, Rennie LF, Kitching RP, Mellor PS. Mechanical transmission of lumpy skin disease virus by Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). Epidemiology & Infection. 2001;126:317–21.
Bowden TR, Babiuk SL, Parkyn GR, Copps JS, Boyle DB. Capripoxvirus tissue tropism and shedding: A quantitative study in experimentally infected sheep and goats. Virology. 2008;371:380–93.
OIE. Lumpy Skin Disease. In: OIE Terrestrial Manual, vol. Chapter 2.4.14. 2010. p. 1–12.
Armson B, Fowler VL, Tuppurainen ES, Howson EL, Madi M, Sallu R, Kasanga CJ, Pearson C, Wood J, Martin P, et al. Detection of Capripoxvirus DNA Using a Field-Ready Nucleic Acid Extraction and Real-Time PCR Platform. Transbound Emerg Dis. 2015.
Lamien CE, Lelenta M, Goger W, Silber R, Tuppurainen E, Matijevic M, Luckins AG, Diallo A. Real time PCR method for simultaneous detection, quantitation and differentiation of capripoxviruses. J Virol Methods. 2011;171:134–40.
Menasherow S, Rubinstein-Giuni M, Kovtunenko A, Eyngor Y, Fridgut O, Rotenberg D, Khinich Y, Stram Y. Development of an assay to differentiate between virulent and vaccine strains of lumpy skin disease virus (LSDV). J Virol Methods. 2014;199:95–101.
Balinsky CA, Delhon G, Smoliga G, Prarat M, French RA, Geary SJ, Rock DL, Rodriguez LL. Rapid preclinical detection of sheeppox virus by a real-time PCR assay. J Clin Microbiol. 2008;46:438–42.
Piepenburg O, Williams CH, Stemple DL, Armes NA. DNA detection using recombination proteins. PLoS Biol. 2006;4, e204. http://journals.plos.org/plosbiology/article?id=10.1371/journal.pbio.0040204.
Abd El Wahed A, Patel P, Heidenreich D, Hufert FT, Weidmann M. Reverse transcription recombinase polymerase amplification assay for the detection of middle East respiratory syndrome coronavirus. PLoS Curr. 2013;5. http://currents.plos.org/outbreaks/article/reverse-transcription-recombinase-polymeraseamplification-assay-for-the-detection-of-middle-east-respiratory-syndrome-coronavirus/.
Abd El Wahed A, Weidmann M, Hufert FT. Diagnostics-in-a-Suitcase: Development of a portable and rapid assay for the detection of the emerging avian influenza A (H7N9) virus. J Clin Virol. 2015;69:16–21.
Faye O, Faye O, Soropogui B, Patel P, El Wahed AA, Loucoubar C, Fall G, Kiory D, Magassouba N, Keita S, et al. Development and deployment of a rapid recombinase polymerase amplification Ebola virus detection assay in Guinea in 2015. Euro Surveill. 2015;20. http://www.eurosurveillance.org/ViewArticle.aspx?ArticleId=21289.
Tulman ER, Afonso CL, Lu Z, Zsak L, Sur JH, Sandybaev NT, Kerembekova UZ, Zaitsev VL, Kutish GF, Rock DL. The genomes of sheeppox and goatpox viruses. J Virol. 2002;76:6054–61.
Tulman ER, Afonso CL, Lu Z, Zsak L, Kutish GF, Rock DL. Genome of lumpy skin disease virus. J Virol. 2001;75:7122–30.
Abd El Wahed A, El-Deeb A, El-Tholoth M, Abd El Kader H, Ahmed A, Hassan S, Hoffmann B, Haas B, Shalaby MA, Hufert FT, Weidmann M. A portable reverse transcription recombinase polymerase amplification assay for rapid detection of foot-and-mouth disease virus. PLoS One. 2013;8:e71642.
Boyle DS, Lehman DA, Lillis L, Peterson D, Singhal M, Armes N, Parker M, Piepenburg O, Overbaugh J. Rapid Detection of HIV-1 Proviral DNA for Early Infant Diagnosis Using Recombinase Polymerase Amplification. MBio. 2013;4.
Amer HM, Abd El Wahed A, Shalaby MA, Almajhdi FN, Hufert FT, Weidmann M. A new approach for diagnosis of bovine coronavirus using a reverse transcription recombinase polymerase amplification assay. J Virol Methods. 2013;193:337–40.
Whiley DM, Sloots TP. Sequence variation can affect the performance of minor groove binder TaqMan probes in viral diagnostic assays. J Clin Virol. 2006;35:81–3.
Cheng Z, Yue J, Li Y, Xu L, Wang K, Zhou B, Chen J, Li J, Jiang N. Development and application of TaqMan-MGB real-time quantitative PCR assay for detection of goat pox virus. Sheng Wu Gong Cheng Xue Bao. 2009;25:464–72.
Haegeman A, Zro K, Vandenbussche F, Demeestere L, Van Campe W, Ennaji MM, De Clercq K. Development and validation of three Capripoxvirus real-time PCRs for parallel testing. J Virol Methods. 2013;193:446–51.
Tian H, Wu J, Chen Y, Zhang K, Shang Y, Liu X. Development of a SYBR green real-time PCR method for rapid detection of sheep pox virus. Virol J. 2012;9:291.
Venkatesan G, Balamurugan V, Bhanuprakash V. TaqMan based real-time duplex PCR for simultaneous detection and quantitation of capripox and orf virus genomes in clinical samples. J Virol Methods. 2014;201:44–50.
Zro K, Azelmat S, Bendouro Y, Kuhn JH, El Fahime E, Ennaji MM. PCR-based assay to detect sheeppox virus in ocular, nasal, and rectal swabs from infected Moroccan sheep. J Virol Methods. 2014;204:38–43.
Markoulatos P, Mangana-Vougiouka O, Koptopoulos G, Nomikou K, Papadopoulos O. Detection of sheep poxvirus in skin biopsy samples by a multiplex polymerase chain reaction. J Virol Methods. 2000;84:161–7.
OIE. Sheep pox and goat pox. In: OIE Terrestrial Manual 2010. 2010. Chapter 2.7.14.
Das A, Babiuk S, McIntosh MT. Development of a loop-mediated isothermal amplification assay for rapid detection of capripoxviruses. J Clin Microbiol. 2012;50:1613–20.
Venkatesan G, Balamurugan V, Bhanuprakash V, Singh RK, Pandey AB. Loop-mediated isothermal amplification assay for rapid and sensitive detection of sheep pox and goat pox viruses in clinical samples. Mol Cell Probes. 2016;30(3):174-7.
Zhao Z, Fan B, Wu G, Yan X, Li Y, Zhou X, Yue H, Dai X, Zhu H, Tian B, et al. Development of loop-mediated isothermal amplification assay for specific and rapid detection of differential goat pox virus and sheep pox virus. BMC Microbiol. 2014;14:10.
Notomi T, Okayama H, Masubuchi H, Yonekawa T, Watanabe K, Amino N, Hase T. Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Res. 2000;28, E63.
Gari G, Abie G, Gizaw D, Wubete A, Kidane M, Asgedom H, Bayissa B, Ayelet G, Oura CA, Roger F, Tuppurainen ES. Evaluation of the safety, immunogenicity and efficacy of three capripoxvirus vaccine strains against lumpy skin disease virus. Vaccine. 2015;33:3256–61.
Liebermann H, Schulze P, Liebermann H. Euterpocken in Deutschland. Archiv für Experimentelle Veterinärmedi. 1967;21:1419–33.
Schmidt D. Experimentelle Beiträge zur Kenntnis der Dermatitis pustulosa des Schafes.1. Versuche zur Reinigung des Virus der Dermatitis pustulosa und zur Abtrennung des komplementbindenden Antigens von den Elementarkörpern. Archiv für Experimentelle Veterinärmedi. 1967;21:175–80.
Liebermann H, Urbaneck D. Isolierung und Identifizierung von Stomatitis-papulosa Virus mit Hilfe der Zellkultur. Archiv für Experimentelle Veterinärmedi. 1966;20:1268–75.
Hoffmann B, Wiesner H, Maltzan J, Mustefa R, Eschbaumer M, Arif FA, Beer M. Fatalities in wild goats in Kurdistan associated with Peste des Petits Ruminants virus. Transbound Emerg Dis. 2012;59:173–6.
Hoffmann B, Eschbaumer M, Beer M. Real-time quantitative reverse transcription-PCR assays specifically detecting bluetongue virus serotypes 1, 6, and 8. J Clin Microbiol. 2009;47:2992–4.