Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Phân tích vi phổ Raman của các cơ thể lipid tảo: Định lượng β-carotene
Tóm tắt
Các dụng cụ quang học tiên tiến có thể phục vụ cho việc phân tích và thao tác các tế bào sống riêng lẻ cùng với cấu trúc bên trong của chúng. Chúng tôi đã sử dụng phân tích vi phổ Raman để đánh giá nồng độ β-carotene trong các cơ thể lipid tảo (LBs) trong điều kiện sống. Một số loài tảo chứa β-carotene với số lượng cao trong LBs của chúng, bao gồm các chủng được coi là hữu ích trong công nghệ sinh học cho việc sản xuất lipid và sắc tố. Chúng tôi đã phát triển một phương pháp đơn giản để đo nồng độ β-carotene trong hỗn hợp lipid dự trữ của tảo từ tỷ lệ của các dao động Raman của chúng. Phát hiện này có thể cho phép thu thập nhanh nồng độ β-carotene, điều này rất có giá trị, chẳng hạn như trong việc phân loại tế bào hỗ trợ bằng vi phổ Raman nhằm lựa chọn các chủng sản xuất nhiều. Hơn nữa, chúng tôi chứng minh rằng nồng độ β-carotene có thể tỷ lệ thuận với thể tích LB và cường độ ánh sáng trong quá trình nuôi cấy. Chúng tôi kết hợp việc thao tác và phân tích quang học trên một nền tảng vi lưu để đạt được việc phân loại nhanh chóng, hiệu quả và không xâm lấn dựa trên các đặc trưng quang phổ của các tế bào sống riêng lẻ. Thiết bị này có thể được sử dụng trong các ứng dụng công nghệ sinh học đòi hỏi cao, chẳng hạn như lựa chọn các đột biến tự nhiên hiếm gặp hoặc các tế bào đã được sửa đổi một cách nhân tạo do thao tác di truyền.
Từ khóa
#vi phổ Raman #β-carotene #cơ thể lipid tảo #phân tích tế bào sống #công nghệ sinh họcTài liệu tham khảo
Becker EW (2007) Micro-algae as a source of protein. Biotechnol Adv 25:207–210
Ben-Amotz A, Avron M (1983) On the factors which determine massive β-carotene accumulation in the halotolerant alga Dunaliella bardawil. Plant Physiol 72:593–597
Ben-Amotz A, Lers A, Avron M (1988) Stereoisomers of β-carotene and phytoene in the alga Dunaliella bardawil. Plant Physiol 86:1286–1291
Bischoff HW, Bold HC (1963) Phycological studies IV. Some soil algae from Enchanted Rock and related algal species. Univ Texas Publ 6318:1–95
Bold HC (1949) The morphology of Chlamydomonas chlamydogama sp. nov. Bull Torrey Bot Club 76:101–108
Brandt NN, Brovko OO, Chikishev AY, Paraschuk OD (2006) Optimization of the rolling-circle filter for Raman background subtraction. Appl Spectrosc 60:288–293
Carvalho AP, Malcata FX (2005) Optimization of x-3 fatty acid production by microalgae: crossover Effects of CO2 and light intensity under batch and continuous cultivation modes. Mar Biotechnol 7:381–388
Converti A, Casazza AA, Ortiz EY, Perego P, Del Borghi M (2009) Effect of temperature and nitrogen concentration on the growth and lipid content of Nannochloropsis oculata and Chlorella vulgaris for biodiesel production. Chem Eng Process 48:1146–1151
Elsey D, Jameson D, Raleigh B, Cooney MJ (2007) Fluorescent measurement of microalgal neutral lipids. J Microbiol Methods 68:639–642
Fuentes MMR, Fernandez GGA, Perez JAS, Guerrero JLG (2000) Biomass nutrient profiles of the microalga Porphyridium cruentum. Food Chem 70:345–353
Garcia-Malea MC, Brindley C, Del Rio E, Acien FG, Fernandez JM, Molina E (2005) Modeling of growth and accumulation of carotenoids in Haematococcus pluvialis as a function of irradiance and nutrients supply. Biochem Eng J 26:107–114
Gouveia L, Oliveira AC (2009) Microalgae as a raw material for biofuels production. J Ind Microbiol Biotechnol 36:269–274
Guiheneuf F, Mimouni V, Ulmann L, Tremblin G (2009) Combined effects of irradiance level and carbon source on fatty acid and lipid class composition in the microalga Pavlova lutheri commonly used in mariculture. J Exp Mar Biol Ecol 369:136–143
Heraud P, Beardall J, McNaughton D, Wood BR (2007) In vivo prediction of the nutrient status of individual microalgal cells using Raman microspectroscopy. FEMS Microbiol Lett 275:24–30
Huang GH, Chen G, Chen F (2009) Rapid screening method for lipid production in alga based on Nile Red fluorescence. Biomass Bioener 33:1386–1392
Huang YY, Beal CM, Cai WW, Ruoff RS, Terentjev EM (2010) Micro-Raman spectroscopy of algae: composition analysis and fluorescence background behavior. Biotech Bioeng 105:889–898
Lamers PP, van de Laak CCW, Kaasenbrood PS, Lorier J, Janssen M, De Vos RCH, Bino RJ, Wijffels RH (2010) Carotenoid and fatty acid metabolism in light-stressed Dunaliella salina. Biotech Bioeng 106:638–648
Lers A, Biener Y, Zamir A (1990) Photoinduction of massive β-carotene accumulation by the alga Dunaliella bardawil. Plant Physiol 93:389–395
Parker SF, Tavender SM, Dixon NM, Herman H, Williams KPJ, Maddams WF (1999) Raman spectrum of β-carotene using laser lines from green (514.5 nm) to near-infrared (1064 nm): implications for the characterization of conjugated polyenes. Appl Spectroscopy 53:86–91
Rabbani S, Beyer Pv, Lintig J, Hugueney P, Kleinig H (1998) Induced β-carotene synthesis driven by triacylglycerol deposition in the unicellular alga Dunaliella bardawil. Plant Physiol 116:1239–1248
Rezanka T, Petrankova M, Cepak V, Pribyl P, Sigler K, Cajthaml T (2010) Trachydiscus minutus, a new biotechnological source of eicosapentaenoic acid. Folia Microbiol 55:265–269
Samek O, Jonas A, Pilat Z, Zemanek P, Nedbal L, Triska J, Kotas P, Trtilek M (2010) Raman microspectroscopy of individual algal cells: sensing unsaturation of storage lipids in vivo. Sensors 10:8635–8651
Samek O, Zemanek P, Jonas A, Telle HH (2011) Characterization of oil-producing microalgae using Raman spectroscopy. Laser Phys Lett 8:701–709
Schenk PM, Thomas-Hall SR, Stephens E, Marx UC, Mussgnug JH, Posten C, Kruse O, Hankamer B (2008) Second generation biofuels: high-efficiency microalgae for biodiesel production. Bioenerg Res 1:20–43
Setlik I (1967) Contamination of algal cultures by heterotrophic microorganisms and its prevention. Ann. Rep. Algol. F. Y. 1966, Trebon, CSAV, Inst. Microbiol.: 89–100.
Solovchenko AE, Khozin-Goldberg I, Cohen Z, Merzlyak MN (2009) Carotenoid-to-chlorophyll ratio as a proxy for assay of total fatty acids and arachidonic acid content in the green microalga Parietochloris incisa. J Appl Phycol 21:361–366
Solovchenko AE, Khozin-Goldberg I, Recht L, Boussiba S (2011) Stress-induced changes in optical properties, pigment and fatty acid content of Nannochloropsis sp.: implications for non-destructive assay of total fatty acids. Mar Biotech 13:527–535
Su CH, Fu CC, Chang YC, Nair GR, Ye JL, Chu IM, Wu WT (2008) Simultaneous estimation of chlorophyll a and lipid contents in microalgae by three-color analysis. Biotech Bioeng 99:1034–1039
Wu H, Volponi JV, Oliver AE, Parikh AN, Simmons BA, Singh S (2011) In vivo lipidomics using single-cell Raman spectroscopy. Proc Nat Ac Sci 108:3809–3814
Xie C, Goodman C, Dinno MA, Li YQ (2004) Real-time Raman spectroscopy of optically trapped living cells and organelles. Optical Express 25:6208–6214
Yeh KL, Chang JS, Chen WM (2010) Effect of light supply and carbon source on cell growth and cellular composition of a newly isolated microalga Chlorella vulgaris ESP-31. Eng Life Sci 10:201–208