Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Sửa đổi sterol thực vật bằng RNAi để kiểm soát sâu bướm ăn thực vật: Những hiểu biết từ Arabidopsis và sâu bướm diamondback
Tóm tắt
Tất cả eukaryote đều sử dụng sterol như là các thành phần cấu trúc trong màng tế bào và như là tiền chất cho các hormone quan trọng. Tuy nhiên, động vật có vỏ (arthropods) là điểm đặc biệt trong số các eukaryote vì chúng không thể tổng hợp sterol de novo và phải thu nhận sterol qua chế độ ăn. Cholesterol là sterol chủ đạo trong hầu hết côn trùng; tuy nhiên, vì thực vật chứa rất ít cholesterol, hầu hết các loài ăn thực vật biến đổi phytosterol thành cholesterol. Một thách thức bổ sung cho các loài côn trùng ăn thực vật là chỉ có một số loại phytosterol nhất định có thể được chuyển đổi thành cholesterol. Trong nghiên cứu này, chúng tôi đã sử dụng RNA can thiệp (RNAi) để chỉnh sửa hồ sơ sterol thực vật nhằm tạo ra các phytosterol có ảnh hưởng tiêu cực đến các loài côn trùng ăn thực vật. Cụ thể, chúng tôi đã làm giảm biểu hiện của gen isomerase Δ8–Δ7-sterol của Arabidopsis thaliana (HYD1), chịu trách nhiệm chuyển đổi các sterol Δ8 thành các sterol Δ7. Các dòng bị tắt tiếng với mức giảm phiên mã > 95% cho thấy sản xuất sterol giảm mạnh và khoảng một nửa tổng số sterol có cấu hình Δ8. Quan trọng là, những dòng được sửa đổi sterol này thể hiện sự tăng trưởng bình thường so với các đối chứng. Ngược lại, ấu trùng sâu bướm diamondback (Plutella xylostella) được nuôi trên thực vật đã sửa đổi sterol cho thấy sự giảm phát triển và sinh tồn, trong khi các con trưởng thành cho thấy sự giảm đáng kể về sản xuất trứng. Phân tích sterol của các con trưởng thành P. xylostella cho thấy những tác động tiêu cực này có thể là do giảm cholesterol và sự tích lũy của các sterol Δ8. Cuối cùng, chúng tôi đã mô hình hóa các tác động của thực vật đã sửa đổi sterol ở cấp độ quần thể bằng cách sử dụng dữ liệu tăng trưởng và sinh sản của chúng tôi. Chúng tôi đã quan sát thấy kích thước quần thể giảm và thời gian sinh sản kéo dài chỉ sau hai thế hệ. Tập hợp lại, các kết quả của chúng tôi cho thấy rằng việc sửa đổi sterol thực vật có tiềm năng trong quản lý sâu bướm gây hại, bao gồm cả P. xylostella được phân bố toàn cầu.
Từ khóa
#RNAi #sterol thực vật #sâu bướm ăn thực vật #Arabidopsis #P. xylostellaTài liệu tham khảo
Banazeer A, Afzal MBS, Hassan S, Ijaz M, Shad SA, Serrão JE (2022) Status of insecticide resistance in Plutella xylostella (Linnaeus) (Lepidoptera: Plutellidae) from 1997 to 2019: cross-resistance, genetics, biological costs, underlying mechanisms, and implications for management. Phytoparasitica 50:465–485. https://doi.org/10.1007/s12600-021-00959-z
Behmer S, Grebenok R (1998) Impact of dietary sterols on life-history traits of a caterpillar. Physiol Entomol 23:165–175. https://doi.org/10.1046/j.1365-3032.1998.232074.x
Behmer ST (2017) Overturning dogma: tolerance of insects to mixed-sterol diets is not universal. Curr Opinion Insect Sci 23:89–95. https://doi.org/10.1016/j.cois.2017.08.001
Behmer ST, Elias DO (1999) The nutritional significance of sterol metabolic constraints in the generalist grasshopper Schistocerca americana. J Insect Physiol 45:339–348. https://doi.org/10.1016/S0022-1910(98)00131-0
Behmer ST, Nes DW (2003) Insect sterol nutrition and physiology: a global overview. 31:1–72. https://doi.org/10.1016/s0065-2806(03)31001-x
Benveniste P (2004) Biosynthesis and accumulation of sterols. Annu Rev Plant Biol 55:429–457. https://doi.org/10.1146/annurev.arplant.55.031903.141616
Bloch K (1991) Chapter 12 Cholesterol: evolution of structure and function, vol. 20: new comprehensive biochemistry (ed. by DE Vance & JE Vance) Elsevier, pp 363–381. https://doi.org/10.1016/S0167-7306(08)60340-3
Bravo A, Gill SS, Soberón M (2007) Mode of action of Bacillus thuringiensis Cry and Cyt toxins and their potential for insect control. Toxicon 49:423–435. https://doi.org/10.1016/j.toxicon.2006.11.022
Chen IW, Grebenok RJ, Schaller H, Zhu-Salzman K, Behmer ST (2020) Aphid growth and reproduction on plants with altered sterol profiles: novel insights using Arabidopsis mutant and overexpression lines. J Insect Physio 123:104054. https://doi.org/10.1016/j.jinsphys.2020.104054
Ciufo LF, Murray PA, Thompson A, Rigden DJ, Rees HH (2011) Characterisation of a desmosterol reductase involved in phytosterol dealkylation in the silkworm, Bombyx mori. PLoS ONE 6:e21316–e21316. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0021316
Corio-Costet MF, Charlet M, Benveniste P, Hoffman J (1989) Metabolism of dietary Δ8-sterols and 9β, 19-cyclopropyl sterols by Locusta migratoria. 11:47–62. https://doi.org/10.1002/arch.940110106
Crickmore N (2016) Bacillus thuringiensis resistance in Plutella: too many trees? Curr Opinion Insect Sci 15:84–88. https://doi.org/10.1016/j.cois.2016.04.007
Furlong MJ, Wright DJ, Dosdall LM (2013) Diamondback moth ecology and management: problems, progress, and prospects. Annu Rev Entomol 58:517–541. https://doi.org/10.1146/annurev-ento-120811-153605
Grieneisen ML (1994) Recent advances in our knowledge of ecdysteroid biosynthesis in insects and crustaceans. Insect Biochem Mol Biol 24:115–132. https://doi.org/10.1016/0965-1748(94)90078-7
Grouleff J, Irudayam SJ, Skeby KK & Schiøtt B (2015) The influence of cholesterol on membrane protein structure, function, and dynamics studied by molecular dynamics simulations. Biochim et Biophys Acta (BBA) - Biomembranes 1848:1783–1795. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2015.03.029
Guo Y, Liu C-X, Zhang L-S, Wang M-Q, Chen H-Y (2017) Sterol content in the artificial diet of Mythimna separata affects the metabolomics of Arma chinensis (Fallou) as determined by proton nuclear magnetic resonance spectroscopy. Arch Insect Biochem Physiol 96:e21426. https://doi.org/10.1002/arch.21426
Haines TH (2001) Do sterols reduce proton and sodium leaks through lipid bilayers? Prog Lipid Res 40:299–324. https://doi.org/10.1016/s0163-7827(01)00009-1
Hakim RS, Baldwin K, Smagghe G (2009) Regulation of midgut growth, development, and metamorphosis. Annu Rev Entomol 55:593–608. https://doi.org/10.1146/annurev-ento-112408-085450
Ikekawa N, Morisaki M, Fujimoto Y (1993) Sterol metabolism in insects: dealkylation of phytosterol to cholesterol. Acc Chem Res 26:139–146. https://doi.org/10.1021/ar00028a002
Jing X, Behmer ST (2020) Insect sterol nutrition: physiological mechanisms, ecology, and applications. Annu Rev Entomol 65:251–271. https://doi.org/10.1146/annurev-ento-011019-025017
Jing X, Grebenok RJ, Behmer ST (2012) Plant sterols and host plant suitability for generalist and specialist caterpillars. J Insect Physiol 58:235–244. https://doi.org/10.1016/j.jinsphys.2011.11.013
Jing X, Grebenok RJ, Behmer ST (2013) Sterol/steroid metabolism and absorption in a generalist and specialist caterpillar: effects of dietary sterol/steroid structure, mixture and ratio. Insect Biochem Mol Biol 43:580–587. https://doi.org/10.1016/j.ibmb.2013.03.012
Jing X, Grebenok RJ, Behmer ST (2014) Diet micronutrient balance matters: how the ratio of dietary sterols/steroids affects development, growth and reproduction in two lepidopteran insects. J Insect Physiol 67:85–96. https://doi.org/10.1016/j.jinsphys.2014.06.004
Koiwa H, Li F, McCully MG, Mendoza I, Koizumi N, Manabe Y, Nakagawa Y, Zhu J, Rus A, Pardo JM, Bressan RA, Hasegawa PM (2003) The STT3a subunit isoform of the Arabidopsis oligosaccharyltransferase controls adaptive responses to salt/osmotic stress. Plant Cell 15:2273–2284. https://doi.org/10.1105/tpc.013862
Kurzchalia TV, Ward S (2003) Why do worms need cholesterol? Nat Cell Biol 5:684. https://doi.org/10.1038/ncb0803-684
Lafont R, Dauphin-Villemant C, Warren JT & Rees H (2012) 4 - Ecdysteroid chemistry and biochemistry: insect endocrinology (ed. by LI Gilbert) Academic Press, San Diego, pp 106–176. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-384749-2.10004-4
Lei J, Finlayson S, Salzman R, Shan L, Zhu-Salzman K (2014) BOTRYTIS-INDUCED KINASE1 modulates Arabidopsis resistance to green peach aphids via PHYTOALEXIN DEFICIENT4. Plant Physiol. https://doi.org/10.1104/pp.114.242206
Li S, Jing X (2020) Fates of dietary sterols in the insect alimentary canal. Curr Opinion Insect Sci 41:106–111. https://doi.org/10.1016/j.cois.2020.08.001
Livak KJ, Schmittgen TD (2001) Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2−ΔΔCT method. Methods 25:402–408. https://doi.org/10.1006/meth.2001.1262
Mohanpuria P, Kumar V, Ahuja PS, Yadav SK (2011) Agrobacterium-mediated silencing of caffeine synthesis through root transformation in Camellia sinensis L. Mol Biotechnol 48:235–243. https://doi.org/10.1007/s12033-010-9364-4
Nes WD, Lopez M, Zhou W, Guo D-a, Dowd PF, Norton RA (1997) Sterol utilization and metabolism by Heliothis zea. Lipids 32:1317–1323. https://doi.org/10.1007/s11745-006-0170-5
Piironen V, Toivo J, Puupponen-Pimiä R, Lampi A-M (2003) Plant sterols in vegetables, fruits and berries. J Sci Food Agric 83:330–337. https://doi.org/10.1002/jsfa.1316
Rahier A, Pierre S, Riveill G, Karst F (2008) Identification of essential amino acid residues in a sterol 8,7-isomerase from Zea mays reveals functional homology and diversity with the isomerases of animal and fungal origin. Biochem J 414(2):247–259. https://doi.org/10.1042/BJ20080292
Ritter KS (1983) Metabolism of Δ0-, Δ5-, and Δ7-Sterols by Larvae of Heliothis zea. Arch Insect Biochem Physiol 1:281–296. https://doi.org/10.1002/arch.940010310
Ritter KS (1986) Utilization of Δ5,7 - and Δ8-sterols by larvae of Heliothis zea. 3: 349–362. https://doi.org/10.1002/arch.940030404
Schaller H (2003) The role of sterols in plant growth and development. Prog Lipid Res 42:163–175. https://doi.org/10.1016/S0163-7827(02)00047-4
Schaller H (2004) New aspects of sterol biosynthesis in growth and development of higher plants. Plant Physiol Biochem 42:465–476. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2004.05.012
Schrick K, Fujioka S, Takatsuto S, Stierhof YD, Stransky H, Yoshida S, Jürgens G (2004) A link between sterol biosynthesis, the cell wall, and cellulose in Arabidopsis. Plant J. https://doi.org/10.1111/j.1365-313X.2004.02039.x
Silve S, Dupuy PH, Labit-Lebouteiller C, Kaghad M, Chalon P, Rahier A, Taton M, Lupker J, Shire D, Loison G (1996) Emopamil-binding protein, a mammalian protein that binds a series of structurally diverse neuroprotective agents, exhibits delta8-delta7 sterol isomerase activity in yeast J Biol Chem 271:22434–22440
Simons K, Ikonen E (1997) Functional rafts in cell membranes. Nature 387:569–572. https://doi.org/10.1038/42408
Simons K, Toomre D (2000) Lipid rafts and signal transduction. Nat Rev Mol Cell Biol 1:31–39. https://doi.org/10.1038/35036052
Suza WP, Chappell J (2016) Spatial and temporal regulation of sterol biosynthesis in Nicotiana benthamiana. Physiol Plant 157:120–134. https://doi.org/10.1111/ppl.12413
Suzuki M, Kamide Y, Nagata N, Seki H, Ohyama K, Kato H, Masuda K, Sato S, Kato T, Tabata S, Yoshida S, Muranaka T (2004) Loss of function of 3-hydroxy-3-methylglutaryl coenzyme A reductase 1 (HMG1) in Arabidopsis leads to dwarfing, early senescence and male sterility, and reduced sterol levels. Plant J 37:750–761. https://doi.org/10.1111/j.1365-313X.2004.02003.x
Tabashnik BE, Brévault T, Carrière Y (2013) Insect resistance to Bt crops: lessons from the first billion acres. Nat Biotechnol 31:510–521. https://doi.org/10.1038/nbt.2597
Topping JF, May VJ, Muskett PR, Lindsey K (1997) Mutations in the HYDRA1 gene of Arabidopsis perturb cell shape and disrupt embryonic and seedling morphogenesis. Development 124:4415–4424. https://doi.org/10.1242/dev.124.21.4415
Wang J, Megha, London E (2004) Relationship between sterol/steroid structure and participation in ordered lipid domains (lipid rafts): implications for lipid raft structure and function. Biochemistry 43:1010–1018. https://doi.org/10.1021/bi035696y
Zhang XR, Henriques R, Lin SS, Niu QW, Chua NH (2006) Agrobacterium-mediated transformation of Arabidopsis thaliana using the floral dip method. Nat Protoc 1:641–646. https://doi.org/10.1038/nprot.2006.97