Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Sản xuất kháng thể đơn dòng có độ nhạy cao và phát triển các xét nghiệm dòng chảy ngang để phát hiện phallotoxin trong nước tiểu
Tóm tắt
Phallotoxins, các cyclic peptide độc hại được tìm thấy trong nấm độc tự nhiên, là nguyên nhân chính gây ngộ độc thực phẩm nghiêm trọng. Để chẩn đoán sớm và nhanh chóng ngộ độc toxin nấm, một kháng thể đơn dòng (mAb) có độ nhạy cao và mạnh mẽ chống lại phallotoxins đã được sản xuất lần đầu tiên. Giá trị nồng độ ức chế nửa tối đa (IC50) của các xét nghiệm ELISA cạnh tranh gián tiếp dựa trên mAb đối với việc phát hiện phallacidin (PCD) và phalloidin (PHD) lần lượt là 0,31 ng mL−1 và 0,35 ng mL−1. Đáp ứng với nhu cầu sàng lọc nhanh loại ngộ độc và xác định chính xác mức độ nghiêm trọng của ngộ độc, các xét nghiệm dòng chảy ngang (LFA) dựa trên hạt nano vàng keo (GNP) và hạt nano huỳnh quang thời gian phân giải (TRFN) đã được phát triển. GNP-LFA có giá trị giới hạn quan sát được là 3,0 ng mL−1 đối với phallotoxins trong mẫu nước tiểu của người. TRFN-LFA cung cấp tín hiệu đọc định lượng với giới hạn phát hiện là 0,1 ng mL−1 trong mẫu nước tiểu của người. Trong nghiên cứu này, các mẫu nước tiểu không qua xử lý đã được sử dụng trực tiếp cho các xét nghiệm dải LFA, và cả hai LFA đều có thể hoàn thành phân tích trong vòng 10 phút. Kết quả cho thấy các LFA dựa trên kháng thể mAb mới được sản xuất, có độ nhạy cao và mạnh mẽ có thể được sử dụng cho cả sàng lọc định tính nhanh loại ngộ độc và xác định định lượng chính xác mức độ nghiêm trọng của ngộ độc sau khi bệnh nhân vô tình tiêu thụ nấm độc.
Từ khóa
Tài liệu tham khảo
Enjalbert F, Rapior S, Nouguier-Soule J, Guillon S, Amouroux N. Treatment of amatoxin poisoning: 20-year retrospective analysis. J Toxicol-Clin Toxic. 2002;40(6):715–57. https://doi.org/10.1081/CLT-120014646.
Vetter J. Toxins of Amanita phalloides. Toxicon. 1998;36(1):13–24. https://doi.org/10.1016/S0041-0101(97)00074-3.
Garcia J, Costa VM, Carvalho A, Baptista P, de Pinho PG, MDL B, et al. Amanita phalloides poisoning: mechanisms of toxicity and treatment. Food Chem Toxicol. 2015;86:41–55. https://doi.org/10.1016/j.fct.2015.09.008.
Wieland T. The toxic peptides from Amanita mushrooms. Int J Pept Protein Res. 1983;22(3):257–76. https://doi.org/10.1111/j.1399-3011.1983.tb02093.x.
Xu F, Gong B, Xu Z, Wang J. Reverse-phase/phenylboronic-acid-type magnetic microspheres to eliminate the matrix effects in amatoxin and phallotoxin determination via ultrahigh-performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry. Food Chem. 2020;332:49–55. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2020.127394.
Chen Z, Zhang P, Zhang Z. Investigation and analysis of 102 mushroom poisoning cases in southern China from 1994 to 2012. Fungal Divers. 2014;64(1):123–31. https://doi.org/10.1007/s13225-013-0260-7.
Rentsch KM. Laboratory diagnostics in acute poisoning: critical overview. Clin Chem Lab Med. 2010;48(10):1381–7. https://doi.org/10.1515/CCLM.2010.295.
Wei J, Chen J, Wu B, Chen Z, Wu J, Xie J. Determination of amanita peptides in human plasma and urine by high-performance liquid chromatography coupled with triple quadrupole mass spectrometry. Chin J Anal Chem. 2020;48(3):405–12. https://doi.org/10.19756/j.issn.0253-3820.191604.
Gonmori K, Minakata K, Suzuki M, Yamagishi I, Nozawa H, Hasegawa K, et al. MALDI-TOF mass spectrometric analysis of alpha-amanitin, beta-amanitin, and phalloidin in urine. Forensic Toxicol. 2012;30(2):179–84. https://doi.org/10.1007/s11419-012-0145-6.
Gicquel T, Lepage S, Fradin M, Tribut O, Duretz B, Morel I. Amatoxins (alpha- and beta-amanitin) and phallotoxin (phalloidin) analyses in urines using high-resolution accurate mass LC-MS technology. J Anal Toxicol. 2014;38(6):335–40. https://doi.org/10.1093/jat/bku035.
Zhang S, Zhao Y, Li H, Zhou S, Chen D, Zhang Y, et al. A simple and high-throughput analysis of amatoxins and phallotoxins in human plasma, serum and rrine using UPLC-MS/MS combined with PRiME HLB elution platform. Toxins. 2016;8(5):128–41. https://doi.org/10.3390/toxins8050128.
Huang X, Aguilar ZP, Xu H, Lai W, Xiong Y. Membrane-based lateral flow immunochromatographic strip with nanoparticles as reporters for detection: a review. Biosens Bioelectron. 2016;75:166–80. https://doi.org/10.1007/s11419-012-0145-6.
Brangel P, Sobarzo A, Parolo C, Miller BS, Howes PD, Gelkop S, et al. A serological point-of-care test for the detection of IgG antibodies against ebola virus in human survivors. ACS Nano. 2018;12(1):63–73. https://doi.org/10.1021/acsnano.7b07021.
Bever CS, Swanson KD, Hamelin EI, Filigenzi M, Poppenga RH, Kaae J, et al. Rapid, sensitive, and accurate point-of-care setection of lethal amatoxins in urine. Toxins. 2020;12(2):123–31. https://doi.org/10.3390/toxins12020123.
Jawaid W, Meneely JP, Campbell K, Melville K, Holmes SJ, Rice J, et al. Development and validation of a lateral flow immunoassay for the rapid screening of okadaic acid and all dinophysis toxins from shellfish extracts. J Agric Food Chem. 2015;63(38):8574–83. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.5b01254.
Wang Y, Deng R, Zhang G, Li Q, Yang J, Sun Y, et al. Rapid and sensitive detection of the food allergen glycinin in powdered milk using a lateral flow colloidal gold immunoassay strip test. J Agric Food Chem. 2015;63(8):2172–8. https://doi.org/10.1021/jf5052128.
Zhou X, Hui E, Yu X-L, Lin Z, Pu L-K, Tu Z, et al. Development of a rapid immunochromatographic lateral flow device capable of differentiating phytase expressed from recombinant Aspergillus niger phyA2 and genetically modified corn. J Agric Food Chem. 2015;63(17):4320–6. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.5b00188.
Quesada-Gonzalez D, Merkoci A. Nanoparticle-based lateral flow biosensors. Biosens Bioelectron. 2015;73:47–63. https://doi.org/10.1016/j.bios.2015.05.050.
Majdinasab M, Sheikh-Zeinoddin M, Soleimanian-Zad S, Li P, Zhang Q, Li X, et al. A reliable and sensitive time-resolved fluorescent immunochromatographic assay (TRFICA) for ochratoxin A in agro-products. Food Control. 2015;47:126–34. https://doi.org/10.1016/j.foodcont.2014.06.044.
Tang X, Zhang Z, Li P, Zhang Q, Jiang J, Wang D, et al. Sample-pretreatment-free based high sensitive determination of aflatoxin M-1 in raw milk using a time-resolved fluorescent competitive immunochromatographic assay. RSC Adv. 2015;5(1):558–64. https://doi.org/10.1039/C4RA12097C.
Juntunen E, Myyrylainen T, Salminen T, Soukka T, Pettersson K. Performance of fluorescent europium(III) nanoparticles and colloidal gold reporters in lateral flow bioaffinity assay. Anal Biochem. 2012;428(1):31–8. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.5b01254.
Zhang X, Wen K, Wang Z, Jiang H, Beier RC, Shen J. An ultra-sensitive monoclonal antibody-based fluorescent microsphere immunochromatographic test strip assay for detecting aflatoxin M-1 in milk. Food Control. 2016;60:588–95. https://doi.org/10.1016/j.foodcont.2015.08.040.
Pei X, Wang Q, Li X, Xie J, Xie S, Peng T, et al. Provision of ultrasensitive quantitative gold immunochromatography for rapid monitoring of olaquindox in animal feed and water samples. Food Anal Methods. 2016;9(7):1919–27. https://doi.org/10.1007/s12161-015-0360-y.
Ma L, Wang Z, Liu H, Wu C, Ding Y, Wen K. Monoclonal antibody production and the development of a quantitative time-resolved fluoroimmunoassay for rifaximin in milk. Food Agric Immunol. 2019;30(1):1135–47. https://doi.org/10.1080/09540105.2019.1669538.