Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Tác động của khoảng thời gian sau khi chết đối với RNA và sự biểu hiện của gen trong mô não người
Tóm tắt
Mô được bảo quản là rất cần thiết cho việc nghiên cứu các bệnh thần kinh, nhưng việc sử dụng mô sau khi chết mang lại một số yếu tố gây nhiễu tiềm tàng. Yếu tố quan trọng nhất trong số này là các yếu tố liên quan đến sự biến thiên trong khoảng thời gian sau khi chết (PMI). Hiện tại, có những báo cáo trái ngược về cách mà PMI ảnh hưởng đến độ toàn vẹn RNA tổng thể, và rất ít báo cáo về cách mà sự biểu hiện gen bị ảnh hưởng bởi PMI. Chúng tôi đã phân tích RNA tổng số tách chiết từ vỏ tiểu não đông lạnh của 79 cá thể người đã chết tham gia Chương trình Tặng Não và Cơ thể tại Viện Nghiên cứu Sức khỏe Banner Sun. Khoảng thời gian PMI, dao động từ 1,5 đến 45 giờ, tương quan với các chỉ tiêu chất lượng RNA tổng thể bao gồm Số Độ nguyên vẹn RNA (RIN) (r = −0,34, P = 0,002) và sự thu được RNA (r = −0,25, P = 0,02). Thêm vào đó, chúng tôi đã xác định sự biểu hiện của 89 gen sử dụng một bộ gene expression dựa trên PCR (RT2 Profiler™ PCR Array: Bệnh Alzheimer ở người; SABiosciences™, Frederick, MD). Tỷ lệ lớn hơn của các gen có biểu hiện giảm hơn là tăng với việc tăng PMI (65/89 so với 20/89; P < 0,0001). Trong số này, các bản sao từ các gen ADAM9, LPL, PRKCG và SERPINA3 có biểu hiện giảm đáng kể với việc gia tăng PMI (P < 0,01). Không có bản sao gen nào có biểu hiện tăng đáng kể với việc gia tăng PMI. Tóm lại, rõ ràng rằng RNA giảm dần theo thời gian với PMI tăng và việc đo lường sự biểu hiện gen trong mô não có PMI dài hơn có thể cho giá trị giả tạo thấp. Đối với mô lấy từ khám nghiệm tử thi, một khoảng thời gian PMI ngắn tối ưu hóa tính hữu ích của nó cho nghiên cứu phân tử.
Từ khóa
#PMI #RNA #gene expression #mô não người #bệnh AlzheimerTài liệu tham khảo
Barrachina M, Castano E, Ferrer I (2006) TaqMan PCR assay in the control of RNA normalization in human post-mortem brain tissue. Neurochem Int 49:276–284
Bauer M, Gramlich I, Polzin S, Patzelt D (2003) Quantification of mRNA degradation as possible indicator of postmortem interval—a pilot study. Leg Med (Tokyo) 5:220–227
Beach TG, Sue LI, Walker DG, Roher AE, Lue L, Vedders L, Connor DJ, Sabbagh MN, Rogers J (2008) The Sun Health Research Institute Brain Donation Program: description and experience, 1987–2007. Cell Tissue Bank 9:229–245
Broniscer A, Baker JN, Baker SJ, Chi SN, Geyer R, Morris EB and Gaijar A (2010) Prospective collection of tissue samples at autopsy in children with diffuse intrinsic pontine glioma. Cancer (Epub ahead of print, June 29, 2010
Buesa C, Maes T, Subirada F, Barrachina M, Ferrer I (2004) DNA chip technology in brain banks: confronting a degrading world. J Neuropathol Exp Neurol 63:1003–1014
Burke WJ, O’Malley KL, Chung HD, Harmon SK, Miller JP, Berg L (1991) Effect of pre- and postmortem variables on specific mRNA levels in human brain. Brain Res Mol Brain Res 11:37–41
Castensson A, Emilsson L, Preece P, Jazin EE (2000) High-resolution quantification of specific mRNA levels in human brain autopsies and biopsies. Genome Res 10:1219–1229
Cummings TJ, Strum JC, Yoon LW, Szymanski MH, Hulette CM (2001) Recovery and expression of messenger RNA from postmortem human brain tissue. Mod Pathol 14:1157–1161
Dickson DW (2005) Required techniques and useful molecular markers in the neuropathologic diagnosis of neurodegenerative diseases. Acta Neuropathol (Berl) 109:14–24
Durrenberger PF, Fernando S, Kashefi SN, Ferrer I, Hauw JJ, Seilhean D, Smith C, Walker R, Al-Sarraj S, Troakes C, Palkovits M, Kasztner M, Huitinga I, Arzberger T, Dexter DT, Kretzschmar H, Reynolds R (2010) Effects of antemortem and postmortem variables on human brain mRNA quality: a BrainNet Europe study. J Neuropathol Exp Neurol 69:70–81
Eastwood SL, Burnet PW, McDonald B, Clinton J, Harrison PJ (1994) Synaptophysin gene expression in human brain: a quantitative in situ hybridization and immunocytochemical study. Neuroscience 59:881–892
Ervin JF, Heinzen EL, Cronin KD, Goldstein D, Szymanski MH, Burke JR, Welsh-Bohmer KA, Hulette CM (2007) Postmortem delay has minimal effect on brain RNA integrity. J Neuropathol Exp Neurol 66:1093–1099
Gelb DJ, Oliver E, Gilman S (1999) Diagnostic criteria for Parkinson disease. Arch Neurol 56:33–39
Gilmore JH, Lawler CP, Eaton AM, Mailman RB (1993) Postmortem stability of dopamine D1 receptor mRNA and D1 receptors. Brain Res Mol Brain Res 18:290–296
Grunblatt E, Monoranu CM, Apfelbacher M, Keller D, Michel TM, Alafuzoff I, Ferrer I, Al-Saraj S, Keyvani K, Schmitt A, Falkai P, Schittenhelm J, McLean C, Halliday GM, Harper C, Deckert J, Roggendorf W, Riederer P (2009) Tryptophan is a marker of human postmortem brain tissue quality. J Neurochem 110:1400–1408
Harrison PJ, Heath PR, Eastwood SL, Burnet PW, McDonald B, Pearson RC (1995) The relative importance of premortem acidosis and postmortem interval for human brain gene expression studies: selective mRNA vulnerability and comparison with their encoded proteins. Neurosci Lett 200:151–154
Johnson SA, Morgan DG, Finch CE (1986) Extensive postmortem stability of RNA from rat and human brain. J Neurosci Res 16:267–280
Johnston NL, Cervenak J, Shore AD, Torrey EF, Yolken RH (1997) Multivariate analysis of RNA levels from postmortem human brains as measured by three different methods of RT-PCR. Stanley Neuropathology Consortium. J Neurosci Methods 77:83–92
Kingsbury AE, Foster OJ, Nisbet AP, Cairns N, Bray L, Eve DJ, Lees AJ, Marsden CD (1995) Tissue pH as an indicator of mRNA preservation in human post-mortem brain. Brain Res Mol Brain Res 28:311–318
Leonard S, Logel J, Luthman D, Casanova M, Kirch D, Freedman R (1993) Biological stability of mRNA isolated from human postmortem brain collections. Biol Psychiatr 33:456–466
Li JZ, Vawter MP, Walsh DM, Tomita H, Evans SJ, Choudary PV, Lopez JF, Avelar A, Shokoohi V, Chung T, Mesarwi O, Jones EG, Watson SJ, Akil H, Bunney WE Jr, Myers RM (2004) Systematic changes in gene expression in postmortem human brains associated with tissue pH and terminal medical conditions. Hum Mol Genet 13:609–616
Lukiw WJ, Wong L, McLachlan DR (1990) Cytoskeletal messenger RNA stability in human neocortex: studies in normal aging and in Alzheimer’s disease. Int J Neurosci 55:81–88
Mathern GW, Pretorius JK, Kornblum HI, Mendoza D, Lozada A, Leite JP, Chimelli L, Born DE, Fried I, Sakamoto AC, Assirati JA, Peacock WJ, Ojemann GA, Adelson PD (1998) Altered hippocampal kainate-receptor mRNA levels in temporal lobe epilepsy patients. Neurobiol Dis 5:151–176
Miller CL, Diglisic S, Leister F, Webster M, Yolken RH (2004) Evaluating RNA status for RT-PCR in extracts of postmortem human brain tissue. Biotechniques 36:628–633
Morrison MR, Griffin WS (1981) The isolation and in vitro translation of undegraded messenger RNAs from human postmortem brain. Anal Biochem 113:318–324
Pardue S, Zimmerman AL, Morrison-Bogorad M (1994) Selective postmortem degradation of inducible heat shock protein 70 (hsp70) mRNAs in rat brain. Cell Mol Neurobiol 14:341–357
Perrett CW, Marchbanks RM, Whatley SA (1988) Characterisation of messenger RNA extracted post-mortem from the brains of schizophrenic, depressed and control subjects. J Neurol Neurosurg Psychiatr 51:325–331
Popova T, Mennerich D, Weith A, Quast K (2008) Effect of RNA quality on transcript intensity levels in microarray analysis of human post-mortem brain tissues. BMC Genomics 9:91
Preece P, Cairns NJ (2003) Quantifying mRNA in postmortem human brain: influence of gender, age at death, postmortem interval, brain pH, agonal state and inter-lobe mRNA variance. Brain Res Mol Brain Res 118:60–71
Ragsdale DS, Miledi R (1991) Expressional potency of mRNAs encoding receptors and voltage-activated channels in the postmortem rat brain. Proc Natl Acad Sci USA 88:1854–1858
Roman GC, Tatemichi TK, Erkinjuntti T, Cummings JL, Masdeu JC, Garcia JH, Amaducci L, Orgogozo JM, Brun A, Hofman A (1993) Vascular dementia: diagnostic criteria for research studies. Report of the NINDS-AIREN International Workshop. Neurology 43:250–260
Ross BM, Knowler JT, McCulloch J (1992) On the stability of messenger RNA and ribosomal RNA in the brains of control human subjects and patients with Alzheimer’s disease. J Neurochem 58:1810–1819
Sajdel-Sulkowska EM, Majocha RE, Salim M, Zain SB, Marotta CA (1988) The postmortem Alzheimer brain is a source of structurally and functionally intact astrocytic messenger RNA. J Neurosci Methods 23:173–179
Schramm M, Falkai P, Tepest R, Schneider-Axmann T, Przkora R, Waha A, Pietsch T, Bonte W, Bayer TA (1999) Stability of RNA transcripts in post-mortem psychiatric brains. J Neural Transm 106:329–335
Stan AD, Ghose S, Gao XM, Roberts RC, Lewis-Amezcua K, Hatanpaa KJ, Tamminga CA (2006) Human postmortem tissue: what quality markers matter? Brain Res 1123:1–11
The National Institute on Aging, and Reagan Institute Working Group on Diagnostic Criteria for the Neuropathological Assessment of Alzheimer’s Disease (1997) Consensus recommendations for the postmortem diagnosis of Alzheimer’s disease. Neurobiol Aging 18: S1–S2
Tomita H, Vawter MP, Walsh DM, Evans SJ, Choudary PV, Li J, Overman KM, Atz ME, Myers RM, Jones EG, Watson SJ, Akil H, Bunney WE Jr (2004) Effect of agonal and postmortem factors on gene expression profile: quality control in microarray analyses of postmortem human brain. Biol Psychiatry 55:346–352
Vanderburg CR, Pfanni R, Tian D, Kiehl T-R, Hsi T, Hedley-Whyte ET, Frosch MP (2005) Factors influencing postmortem RNA integrity in human brain. J Neuropathol Exp Neurol 14:443
Vonsattel JP, Aizawa H, Ge P, DiFiglia M, McKee AC, MacDonald M, Gusella JF, Landwehrmeyer GB, Bird ED, Richardson EP Jr (1995) An improved approach to prepare human brains for research. J Neuropathol Exp Neurol 54:42–56
Yasojima K, McGeer EG, McGeer PL (2001) High stability of mRNAs postmortem and protocols for their assessment by RT-PCR. Brain Res Brain Res Protoc 8:212–218