Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Lập bản đồ vật lý của bộ gen và dấu hiệu epigenome của các loài phong lan bằng công nghệ hình ảnh: Hiểu biết về định hướng bộ gen và các tác động của nó
Tóm tắt
Họ Lan (Orchidaceae) là một trong những họ lớn nhất của thực vật hạt kín, bao gồm hơn 26.000 loài trong khoảng 800 chi. Các loài phong lan có bộ gen tương đối ổn định với chỉ 38 hoặc 40 nhiễm sắc thể, nhưng kiểu hình của chúng thì lại vô cùng đa dạng. Do sự thụ phấn chéo giữa các loài/các chi và việc sản xuất đa bội bằng phương pháp nhân tạo tương đối dễ dàng, nhiều giống phong lan đã được lai tạo để đạt giá trị thương mại cao trong nhóm thực vật này. Những giống lai như vậy dự kiến mang lại sự linh hoạt về bộ gen và định hướng giữa các bộ gen. Để làm sáng tỏ các cơ chế linh hoạt của bộ gen, chúng tôi đã nghiên cứu các bộ gen và dấu hiệu epigenome của các loài phong lan bản địa châu Á, cụ thể là Vanda, Phalaenopsis, Cymbidium và Dendrobium, thông qua các kỹ thuật sinh học phân tử hiện đại giúp hình ảnh hóa vật lý. Mặc dù phân tích giảm phân thông thường vẫn là một nguồn tài nguyên quan trọng để hiểu biết về sự liên kết bộ gen dựa trên sự ghép cặp nhiễm sắc thể trong quá trình giảm phân, nhưng các taxa phong lan lại không dễ dàng cho quan sát sinh học tế bào, do đó hạn chế khả năng cung cấp thông tin cho việc phân tích bộ gen. Do đó, chúng tôi đã phát triển một phương pháp GISH đa màu có thể hình ảnh hóa các bộ gen và tiết lộ loài nguồn bộ gen và lịch sử lai tạo trong các giống lai nhân tạo. Chúng tôi cũng tập trung nghiên cứu vào các thay đổi epigenetic trong bộ gen nhằm làm rõ các yếu tố gây ra điều đó. Các phát hiện được trình bày ở đây cung cấp thông tin về hình ảnh hóa vật lý của bộ gen, các mẫu phân bố nhiễm sắc thể của các sửa đổi cromatin với sự nhấn mạnh đặc biệt vào sự methyl hóa, acethyl hóa, phosphat hóa histone và các dấu hiệu histone đặc trưng cho tâm động ở phong lan bằng cách sử dụng immuno-FISH. Các phát hiện mới mẻ từ nghiên cứu này bao gồm: (i) histone H3S10phK14ac được điều chỉnh kép, có thể phục vụ như một dấu hiệu sinh học tế bào mới đối với tâm động, (ii) có sự phản ứng khác nhau về sự methyl hóa DNA nhiễm sắc thể giữa các loài và các biến thể đa bội như được phân biệt từ sự phân bố 5mC; kích thước nhiễm sắc thể lớn hơn và mức độ đa bội cao hơn thể hiện sự methyl hóa cao hơn, (iii) trong các giống lai liên gen nhân tạo, các bộ gen có nhiễm sắc thể lớn và các nhiễm sắc thể nằm ở ngoại biên của nhân có xu hướng có nhiều thay đổi epigenetic 5mC hơn, (iv) khi được xác định trong các thí nghiệm GISH, bộ gen có nhiễm sắc thể lớn hơn được phát hiện có nhiều sự tương đồng hơn với các kiểu hình lai. Điều quan trọng rút ra là để hiểu rõ sự linh hoạt của các bộ gen phong lan, cần nắm bắt toàn bộ bộ gen thông qua các kỹ thuật hình ảnh thay vì thông tin phân mảnh ở cấp độ phân tử hoặc tế bào.
Từ khóa
Tài liệu tham khảo
Alger EI, Edger PP. One subgenome to rule them all: underlying mechanisms of subgenome dominance. Curr Opinion Plant Biol. 2020;54:108–13. https://doi.org/10.1016/j.pbi.2020.03.004.
Begum R, Alam SS, Menzel G, Schmidt T. Comparative molecular cytogenetics of major repetitive sequence families of three Dendrobium species (Orchidaceae) from Bangladesh. Ann Bot. 2009;104:863–72.
Cai J, Liu X, Vanneste K, et al. The genome sequence of the orchid Phalaenopsis equestris. Nat Genet. 2015;47:65–72. https://doi.org/10.1038/ng.3149.
Chao YT, Chen WC, Chen CY, Ho HY, Yeh CH, Kuo YT, Su CL, Yen SH, Hsueh HY, Yeh JH, Hsu HL, Tsai YH, Kuo TY, Chang SB, Chen KY, Shih MC. Chromosome-level assembly, genetic and physical mapping of Phalaenopsis aphrodite genome provides new insights into species adaptation and resources for orchid breeding. Plant Biotechnol J. 2018;16:2027–41.
De Paula CMP, Souza Sobrinho F, Techio VH. Chromosomal distribution of H3K4me2, H3K9me2 and 5-methylcytosine: variations associated with polyploidy and hybridization in Brachiaria (Poaceae). Plant Cell Rep. 2016;35:1359–69.
Fuchs J, Demidov D, Houben A, Schubert I. Chromosomal histone modification patterns-From conservation to diversity. Trends Plant Sci. 2006;11:199–208.
Fuchs J, Jovtchev G, Schubert I. The chromosomal distribution of histone methylation marks in gymnosperms differs from that of angiosperms. Chromosome Res. 2008;16:891–8.
Hsu CC, Chung YL, Chen TC, Lee YL, Kuo YT, Tsai WC, Hsiao YY, Chen YW, Wu WL, Chen HH. An overview of the Phalaenopsis orchid genome through BAC end sequence analysis. BMC Plant Biol. 2011;11:3. https://doi.org/10.1186/1471-2229-11-3.
Houben A, Demidov D, Gernand D, Meister A, Leach CR, Schubert I. Methylation of histone H3 in euchromatin of plant chromosomes depends on basic nuclear DNA content. Plant J. 2003;33:967–73.
Ichihashi S, Ito H, Oguri T, Kato J. Investigation on ploidy of Cymbidium and Dendrobium cultivated in Japan using flow cytometer. Bulletin Aichi Univ Education. 2001;50:39–45.
Kuo YT, Hsu HL, Yeh CH, Chang SB. Application of a modified drop method for high-resolution pachytene chromosome spreads in two Phalaenopsis species. Mol Cytogenet. 2016;9:44. https://doi.org/10.1186/s13039-016-0254-8.
Kuo YT, Chao YT, Chen WC, Shih MC, Chang SB. Segmental and tandem chromosome duplications led to divergent evolution of the chalcone synthase gene family in Phalaenopsis orchids. Ann Bot. 2019;123:69–77.
Lavania UC, Srivastava S, Lavania S, Basu S, Misra NK, MukaiY,. Autopolyploidy differentially influences body size in plants, but facilitates enhanced accumulation of secondary metabolites, causing increased cytosine methylation. Plant J. 2012;71:539.
Lee YI, Chang FC, Chung MC. Chromosome pairing affinities in interspecific hybrids reflect phylogenetic distances among lady’s slipper orchids (Paphiopedilum). Ann Bot. 2011;108:113–21.
Lee YI, Chang FC, Chung MC. Distinct distribution patterns of 45S rDNA and 5S rDNA-NTS-related repeats display diverse karyotypes in Paphiopedium. In: Chen WH, Chen HH, editors. Orchid biotechnology III. New Jersey: World Scientific Publishing; 2016. p. 23–50.
Lee YI, Yap JW, ShairulIzan S, Leitch IJ, Fay MF, Lee YC, Hidalgo O, Dodsworth S, Smulders MJM, Gravendee B, Leitch AR. Satellite DNA in Paphiopedilum subgenus Parvisepalum as revealed by high-throughput sequencing and fluorescent in situ hybridization. BMC Genomics. 2018;19:578–91.
Leitch AR, Ma L, Dodsworth S, Fuchs J, Houben A, Leitch IJ. The role of chromatin modifications in the evolution of giant plant genomes. Plants. 2023;12:2159. https://doi.org/10.3390/plants12112159.
Matsuba A, Fujii M, Lee SS, Suzuki G, Yamamoto M, Mukai Y. Molecular cytogenetic use of BAC clones in Neofinetia falcata and Rhynchostylis coelestis. Nucleus. 2015;58:207–10. https://doi.org/10.1007/s13237-015-0147-y.
Mukai Y, Nakahara Y, Yamamoto M. Simultaneous discrimination of the three genomes in hexaploid wheat by multicolor fluorescence in situ hybridization using total genomic and highly repeated DNA probes. Genome. 1993;36:489–94.
Mukai Y, Sharma SK. Chromosome Calendar (2023) February Eds. Matsubara K, Uno Y. The Society of Chromosome Research, Japan. 2022
Sevilleno SS, Cabahug-Braza RA, An HR, Lim KB, Hwang YJ. The role of cytogenetic tools in orchid breeding. Korean J Agricul Sci. 2023;50:193–206. https://doi.org/10.7744/kjoas.20230015.
Sharma SK, Dkhar J, Kumaria S, Tandon P, Rao SR. Assessment of phylogenetic inter-relationships in the genus Cymbidium (Orchidaceae) based on internal transcribed spacer region of rDNA. Gene. 2012;495:10–5.
Sharma SK, Yamamoto M, Mukai Y. Immunocytogenetic manifestation of epigenetic chromatin modification marks in plants. Planta. 2015;241:291–301.
Sharma SK, Mukai Y. Chromosome research in orchids: current status and future prospects with special emphasis from molecular and epigenetic perspective. Nucleus. 2015;58:173–84.
Sharma SK, Yamamoto M, Mukai Y. Distinct chromatin environment associated with phosphorylated H3S10 histone during pollen mitosis I in orchids. Protoplasma. 2016;254:161–5. https://doi.org/10.1007/s00709-015-0925-z.
Sharma SK, Yamamoto M, Mukai Y. Dual modified antiphospho (Ser10)-acetyl (Lys14)-histone H3 predominantly mark the pericentromeric chromatin during mitosis in monokinetic plants. J Genet. 2016;95:965–73. https://doi.org/10.1007/s12041-016-0723-1.
Sharma SK, Yamamoto M, Mukai Y. Delineation of methylation and histone modification: the epigenetic regulatory marks show slightly altered distribution with the elevation in ploidy level in the orchid Dendrobium nobile. Nucleus. 2018;61:183–93.
Song C, Wang Y, Manzoor MA, Mao D, Wei P, Cao Y, Zhu F. Indepth analysis of genomes and functional genomics of orchid using cutting-edge high-throughput sequencing. Front Plant Sci. 2022;13:1018029. https://doi.org/10.3389/fpls.2022.1018029.
Suzuki G, Shiomi M, Morihana S, Yamamoto M, Mukai Y. DNA methylation and histone modification in onion chromosomes. Genes Genet Syst. 2010;85:377–82.
Verhoeven KJF, Jansen JJ, van Dijk PJ, Biere A. Stress induced DNA methylation changes and their heritability in asexual dandelions. New Phytol. 2010;185:1108–18.
Vilcherrez-Atoche JA, Iiyama CM, Cardoso JC. Polyploidization in orchids: from cellular changes to breeding applications. Plants. 2022;11:1–21. https://doi.org/10.3390/plants11040469.
Vimala Y, Lavania UC. Genomic territories in inter-genomic hybrids: the winners and losers with hybrid fixation. Nucleus. 2021;64:1–6. https://doi.org/10.1007/s13237-021-00348-1.
Yamamoto M. Molecular cytogenetic and epigenetic components of crossing barriers and peculiar reproduction ability in Allium hybrids. Nucleus. 2015;58:165–72. https://doi.org/10.1007/s13237-015-0153-0.