Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Về khả năng gây bệnh tiềm tàng của Thermus thermophilus HB8 được kích hoạt từ việc tiết ra rhamnolipid: những thay đổi hình thái và độc tính được gây ra trên dòng tế bào sợi
Tóm tắt
Một số lượng hạn chế các chủng vi khuẩn thường được nuôi cấy dưới điều kiện thiếu dinh dưỡng tiết ra rhamnolipid (RLs), được ghi nhận là các yếu tố gây virulence liên quan đến khả năng gây bệnh của vi sinh vật. Vi khuẩn không gây bệnh T. thermophilus HB8 sản xuất rhamnolipid ngoại bào (TthRLs) dưới các điều kiện nuôi cấy xác định, sử dụng dầu hạt hướng dương và natri gluconat làm nguồn carbon. Đặc biệt, các TthRLs được tiết ra đã được tách chiết, tinh chế và xác định bằng ATR-FTIR. Các tác động của chúng lên khả năng sống sót của tế bào đã được kiểm tra khi được bổ sung vào môi trường nuôi cấy fibroblast da người. TthRLs tinh chế đã kích hoạt một chuỗi các biến đổi hình thái nhanh chóng và rõ rệt, đặc trưng bởi việc biến đổi hình dạng của fibroblast từ đa giác sang hình thoi; co lại với sự ngưng tụ của bào tương, tròn lên, biến dạng nhân và mất các tiến trình lớp, và cuối cùng là sự phá hủy màng. Việc bổ sung TthRLs vào các fibroblast nuôi cấy đã gây ra độc tính tế bào, trái ngược với rhamnose kích thích khả năng sống sót, như được đánh giá bằng thử nghiệm MTT. Những kết quả này đã tiết lộ rằng trong số những thành phần của RLs liên quan đến độc tính tế bào, phải được quy cho sự biến đổi của chuỗi lipid và không phải phần carbohydrate. Độc tính tế bào TthRLs trên fibroblast tương đương và gây ra những tác động tương tự như độc tính do saponin trắng, một chất hoạt động bề mặt đã được biết đến. Việc tiết ra TthRLs có thể là một điểm mấu chốt cho sự chuyển hóa từ một vi khuẩn không gây bệnh sang một vi khuẩn gây bệnh dưới những điều kiện môi trường nhất định thuận lợi cho việc tiết ra chúng. Việc tiết ra RLs trong thế giới vi sinh vật có thể là một con đường chung cho sự chuyển giao khả năng gây bệnh để đảm bảo sự sống sót của chúng dưới điều kiện thiếu dinh dưỡng.
Từ khóa
#rhamnolipids #độc tính tế bào #T. thermophilus HB8 #fibroblast #vi khuẩn không gây bệnhTài liệu tham khảo
Baumann E, Stoya G, Völkner A, Richter W, Lemke C, Linss W (2000) Hemolysis of human erythrocytes with saponin affects the membrane structure. Acta Histochem 102:21–35
Caiazza NC, Shanks RM, O’Toole GA (2005) Rhamnolipids modulate swarming motility patterns of Pseudomonas aeruginosa. J Bacteriol 187:7351–7361
Chwalek M, Lalun N, Bobichon H, Plé K, Voutquenne-Nazabadioko L (2006) Structure-activity relationships of some hederagenin diglycosides: haemolysis, cytotoxicity and apoptosis induction. Biochim Biophys Acta 1760:1418–1427
El-Mawgoud AMA, Lépine F, Déziel E (2010) Rhamnolipids: diversity of structures, microbial origins and roles. Appl Microbiol Biotechnol 86:1323–1336
Glauert AM, Dingle JT, Lucy JA (1962) Action of saponin on biological cell membranes. Nature 8:953–955
Guerra-Santos L, Käppeli O, Fiechter A (1984) Pseudomonas aeruginosa biosurfactant production in continuous culture with glucose as carbon source. Appl Environ Microbiol 48:301–305
Guerra-Santos L, Kappeli O, Fiechter A (1986) Dependence of Pseudomonas aeruginosa continuous culture biosurfactant production on nutritional and environmental factors. Appl Microbiol Biotechnol 24:443–448
Haruma M, Tanaka M, Sugimoto T, Kojima R, Suzuki Y, Konoshima T et al (1995) Alteration of Na+ permeability in human erythrocytes as studied by 23Na-NMR and inhibition of the kidney Na+, K+-ATPase activities with saponins: interaction of gleditsia saponins with human erythrocyte membranes. Bioorg Med Chem Lett 5(8):827–830
Häussler S, Nimtz M, Domke T, Wray V, Steinmetz I (1998) Purification and characterization of a cytotoxic exolipid of Burkholderia pseudomallei. Infect Immun 66:1588–1593
Häussler S, Rohde M, von Neuhoff N, Nimtz M, Steinmetz I (2003) Structural and functional cellular changes induced by Burkholderia pseudomallei rhamnolipid. Infect Immun 71:2970–2975
Hori K, Marsudi S, Unno H (2002) Simultaneous production of polyhydroxyalkanoates and rhamnolipids by Pseudomonas aeruginosa. Biotechnol Bioeng 78:699–707
Hostettmann K, Marston A (1995) Saponins, chemistry and pharmacology of natural products. Cambridge Univ. Press, Cambridge
Jacob MC, Favre MJC, Bensa JC (1991) Membrane cell permeabilization with saponin and multiparametric analysis by flow cytometry. Cytometry 12:550–558
Jensen PO, Bjarnsholt T, Phipps R, Rasmussen TB, Calum H, Christoffersen L, Moser C, Williams P, Pressler T, Givskov M, Hoiby N (2007) Rapid necrotic killing of polymorphonuclear leukocytes is caused by quorum-sensing-controlled production of rhamnolipid by Pseudomonas aeruginosa. Microbiol Sgm 153:1329–1338
Johnson MK, Boese-Marazzo D (1980) Production and properties of heat-stable extracellular hemolysin from Pseudomonas aeruginosa. Infect Immunol 29:1028–1033
Kipnis E, Sawa T, Wiener-Kronish J (2006) Targeting mechanisms of Pseudomonas aeruginosa pathogenesis. Med Mal Infect 36:78–91 Review
Koch AK, Kappeli O, Ficher A, Reiser J (1991) Hydrocarbon assimilation and biosurfactant production in Pseudomonas aeruginosa mutants. J Bacteriol 173:4212–4219
Lang S, Wullbrandt D (1999) Rhamnose lipids—biosynthesis, microbial production and application potential. Appl Microbiol Biotechnol 51:22–32
Lazdunski A (1998) Les facteurs de virulence de Pseudomonas aeruginosa et leur regulation. Med Mal Infect 28:109–118
Leitermann F, Syldatk C, Hausmann R (2008) Fast quantitative determination of microbial rhamnolipids from cultivation broths by ATR–FTIR spectroscopy. J Biol Eng 2:13
Maier RM, Soberon-Chavez G (2000) Pseudomonas aeruginosa rhamnolipids: biosynthesis and potential applications. Appl Microbiol Biotechnol 54:625–633
Majno G, Joris I (1995) Apoptosis, oncosis and necrosis. An overview of cell death. Am J Pathol 146:3–15
Mosmann T (1983) Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: application to proliferation and cytotoxicity assays. J Immunol Methods 65:55–63
Mulligan CN, Gibbs BF (1989) Correlation of nitrogen metabolism with biosurfactant production by Pseudomonas aeruginosa. Appl Environ Microbiol 55:3016–3019
Nakamura T, Inoue K, Nojima S, Sankawa U, Shoji J, Kawasaki T et al (1979) Interaction of saponins with red blood cells as well as with the phosphatidylcholine liposomal membranes. J Pharm Dyn 2:374–382
Nietzsche M, Costa S, Contiero J (2005) Rhamnolipid surfactants: an update on the general aspects of these remarkable biomolecules. Biotechnol Prog 21:1593–1600
Ochsner UA, Hembach T, Fiechter A (1996) Production of rhamnolipid biosurfactants. Adv Biochem Eng Biotechnol 53:89–118
Pantazaki AA, Karagiorgas AA, Liakopoulou-Kyriakides M, Kyriakidis DA (1998) Hyperalkaline and thermostable phosphatase in Thermus thermophilus. Appl Biochem Biotechnol 75:249–259
Pantazaki AA, Tambaka MG, Langlois V, Guerin P, Kyriakidis DA (2003) Polyhydroxyalkanoate (PHA) biosynthesis in Thermus thermophilus: Purification and biochemical properties of PHA synthase. Mol Cell Biochem 254:173–183
Pantazaki AA, Dimopoulou MI, Simou OM, Pritsa AA (2010) Sunflower seed oil and oleic acid utilization for the production of rhamnolipids by Thermus thermophilus HB8. Appl Microbiol Biotechnol 88:939–951
Passeri A, Lang S, Wagner F, Wray V (1991) Marine biosurfactants, II. Production and characterisation of an anionic trehalose tetraester from the marine bacterium Arthrobacter sp. EK 1. Zeitscrift für Naturfosch 46c:204–209
Pearson JP, Pesci EC, Iglewski BH (1997) Roles of Pseudomonas aeruginosa las and rhl quorum-sensing systems in control of elastase and rhamnolipid biosynthesis genes. J Bacteriol 179:5756–5767
Pesci EC, Pearson JP, Seed PC, Iglewski BH (1997) Regulation of las and rhl quorum sensing in Pseudomonas aeruginosa. J Bacteriol 179:3127–3132
Piljac G, Piljac V (1995a) Immunological activity of rhamnolipids. US Patent 5466675
Piljac G, Piljac V (1995b) Pharmaceutical preparation based on rhamnolipid. US Patent 5455232
Ron EZ, Rosenberg E (2001) Natural roles of biosurfactants. Environ Microbiol 3:229–236
Schenk T, Schuphan I, Schmidt B (1995) High-performance liquid chromatographic determination of the rhamnolipids produced by Pseudomonas aeruginosa. J Chromatogr A 693:7–13
Seeman P (1974) Ultrastructure of membrane lesions in immune lysis, osmotic lysis and drug-induced lysis. Fed Proc 33:2116–2124
Segal R, Milo-Goldzweig I (1978) The susceptibility of cholesterol-depleted erythrocytes to saponin and sapogenin hemolysis. Biochim Biophys Acta 512:223–226
Shryock TR, Silver SA, Banschbach MW, Kramer JC (1984) Effect of Pseudomonas aeruginosa rhamnolipid on human neutrophil migration. Curr Microbiol 10:323–328
Siegmund I, Wagner F (1991) New method for detecting rhamnolipids excreted by Pseudomonas aeruginosa species during growth on minimal agar. Biotechnol Tech 5:265–268
Smith RS, Iglewski BH (2003) P. aeruginosa quorum-sensing systems and virulence. Curr Opin Microbiol 6:56–60
Smith TJ, Wang HS, Hogg MG, Henrikson RC, Keese CR, Giaever I (1994) Prostaglandin E2 elicits a morphological change in cultured orbital fibroblasts from patients with Graves’s ophthalmopathy. Proc Natl Acad Sci USA 91:5094–5098
Soberón-Chávez G (2004) Biosynthesis of rhamnolipids. In: Ramos JL (ed) Pseudomonas. Kluwer Academic/Plenum Publishers, New York, pp 173–189
Soberón-Chávez G, Lépine F, Déziel E (2005) Production of rhamnolipids by Pseudomonas aeruginosa. Appl Microbiol Biotechnol 68:718–725
Soell M, Lett E, Holveck F, Scholler M, Wachsmann D, Klein JP (1995) Activation of human monocytes by streptococcal rhamnose glucose polymers is mediated by CD14 antigen, and mannan binding protein inhibits TNF-release. J Immunol 154:851–860
Sotirova AV, Spasova DI, Galabova DN, Karpenko E, Shulga A (2008) Rhamnolipid-biosurfactant permeabilizing effects on gram-positive and gram-negative bacterial strains. Curr Microbiol 56:639–644
Spoecker S, Wray V, Nimtz M, Lang S (1999) Glycolipids of the smut ungus Ustilago maydis from cultivation on renewable resources. Appl Microbiol Biotechnol 51:33–39
Stipcevic T, Piljac T, Isseroff RR (2005) Di-rhamnolipid from Pseudomonas aeruginosa displays differential effects on human keratinocyte and fibroblast cultures. J Dermatol Sci 40:141–143
Syldatk C, Lang S, Matulovic V, Wagner F (1985) Production of four interfacial active rhamnolipids from n-alkanes or glycerol by resting cells of Pseudomonas species DSM 2847. Z Naturforsch 40c:61–67
Takechi M, Tanaka Y (1995) Haemolytic time course differences between steroid and triterpenoid saponins. Planta Med 61:76–77
Tamariz E, Grinnell F (2002) Modulation of fibroblast morphology and adhesion during collagen matrix remodeling. Mol Biol Cell 13:3915–3929
Trouillas P, Corbière C, Liagre B, Duroux JL, Beneytout JL (2005) Structure–function relationship for saponin effects on cell cycle arrest and apoptosis in the human 1547 osteosarcoma cells: a molecular modeling approach of natural molecules structurally close to diosgenin. Bioorg Med Chem 13:1141–1149
Van Gennip M, Christensen LD, Alhede M, Phipps R, Jensen PO, Christophersen L, Pamp SJ, Moser C, Mikkelsen PJ, Koh AY, Tolker-Nielsen T, Pier GB, Hoiby N, Givskov M, Bjarnsholt T (2009) Inactivation of the rhlA gene in Pseudomonas aeruginosa prevents rhamnolipid production, disabling the protection against polymorphonuclear leukocytes. Apmis 117:537–546
Voutquenne L, Lavaud C, Massiot G, LeMen-Olivier L (2002) Structure–activity relationships of haemolytic saponins. Pharm Biol 40:253–262
Wang F, Lee SY (1997) Production of poly(3-hydroxybutyrate) by fed-batch culture of filamentation-suppressed recombinant Escherichia coli. Appl Environ Microbiol 63:4765–4769
Winzer K, Williams P (2001) Quorum sensing and the regulation of virulence gene expression in pathogenic bacteria. Int J Med Microbiol 291:131–143
Zulianello L, Canard C, Köhler T, Caille D, Lacroix JS, Meda P (2006) Rhamnolipids are virulence factors that promote early infiltration of primary human airway epithelia by Pseudomonas aeruginosa. Infect Immun 74:3134–3147