Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Hình ảnh không xâm lấn về chuyển hóa của phôi chuột trong phản ứng với trạng thái thiếu oxy được gây ra
Tóm tắt
Nghiên cứu này sử dụng hình ảnh huỳnh quang thời gian sống (FLIM) không xâm lấn để làm nổi bật sự đáp ứng chuyển hóa của phôi chuột đối với tình trạng thiếu oxy ngắn hạn. Chúng tôi đã điều tra phản ứng với tình trạng thiếu oxy ở nhiều giai đoạn trước cấy ghép khác nhau. Các tế bào trứng và phôi chuột đã được tiếp xúc với trạng thái thiếu oxy tạm thời bằng cách giảm nồng độ oxy trong môi trường từ 5–0% trong khoảng thời gian khoảng 1,5 giờ, sau đó khôi phục về 5% O2. Trong suốt thời gian này, các phép đo hình ảnh chuyển hóa dựa trên FLIM của các nhóm tế bào trứng/phôi được thực hiện cách nhau ba phút. Các thí nghiệm được thực hiện ba lần đối với các tế bào trứng và phôi ở giai đoạn 1-8 tế bào, morula, và blastocyst. Phản ứng thiếu oxy tối đa cho mỗi trong tám thông số FLIM định lượng đo được đã được lấy từ các thời điểm ngay trước khi khôi phục oxy. Các hồ sơ chuyển hóa cho thấy những thay đổi đáng kể để đáp ứng với tình trạng thiếu oxy ở tất cả các giai đoạn phát triển phôi. Phản ứng của tám thông số FLIM được đo về sự thiếu oxy phụ thuộc nhiều vào giai đoạn. Trong số tám thông số FLIM được đo, cường độ NADH và FAD cho thấy phản ứng chuyển hóa mạnh mẽ nhất ở các giai đoạn phát triển sớm. Tuy nhiên, ở các giai đoạn sau, các thông số khác như tỷ lệ NADH tham gia và thời gian sống của FAD cho thấy sự thay đổi lớn hơn. Giá trị của các thông số chuyển hóa thường trở về ngưỡng ban đầu khi khôi phục 5% oxy. Hình ảnh chuyển hóa định lượng dựa trên FLIM rất nhạy cảm với những thay đổi chuyển hóa do tình trạng thiếu oxy gây ra. Hồ sơ phản ứng chuyển hóa đối với tình trạng thiếu oxy là đặc trưng ở những giai đoạn khác nhau, phản ánh sự khác biệt trong tính linh hoạt chuyển hóa khi các phôi trước cấy ghép phát triển.
Từ khóa
#hình ảnh huỳnh quang #FLIM #chuyển hóa #phôi chuột #thiếu oxy #trạng thái thiếu oxy ngắn hạn #tiêu thụ oxy #phản ứng chuyển hóaTài liệu tham khảo
Wales RG, Brinster RL. The uptake of hexoses by pre-implantation mouse embryos in vitro. J Reprod Fertil. 1968;15:415–22.
Brinster RL. Studies on the development of mouse embryos in vitro. II. The effect of energy source. J Exp Zool. 1965;158:59–68.
Brinster RL. Studies on the development of mouse embryos in vitro. IV. Interaction of energy sources. J Reprod Fertil. 1965;10:227–40.
Biggers JD, Whittingham DG, Donahue RP. The pattern of energy metabolism in the mouse oöcyte and zygote. Proc Natl Acad Sci U S A. 1967;58:560–7.
Hewitson LC, Leese HJ. Energy metabolism of the trophectoderm and inner cell mass of the mouse blastocyst. J Exp Zool [Internet]. 1993;267:337–43 Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8228868.
Leese HJ, Barton AM. Pyruvate and glucose uptake by mouse ova and preimplantation embryos. J Reprod Fertil. 1984;72:9–13.
Gardner DK, Leese HJ. Non-invasive measurement of nutrient uptake by single cultured pre-implantation mouse embryos. Hum Reprod. Oxford University Press. 1986;1:25–7.
Chason RJ, Csokmay J, Segars JH, DeCherney AH, Armant DR. Environmental and epigenetic effects upon preimplantation embryo metabolism and development. Trends Endocrinol Metab. 2011;412–420. https://doi.org/10.1016/j.tem.2011.05.005.
Takahashi M. Oxidative stress and redox regulation on in vitro development of mammalian embryos. J Reprod Dev. 2012:1–9. https://doi.org/10.1262/jrd.11-138n.
Van Blerkom J. Mitochondria as regulatory forces in oocytes, preimplantation embryos and stem cells. Reprod Biomed Online [Internet]. 2008;16:553–69 Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/18413065.
Harvey AJ. Mitochondria in early development: Linking the microenvironment, metabolism and the epigenome. Reproduction BioScientifica Ltd. 2019:R159–79. https://doi.org/10.1530/REP-18-0431.
Dumollard R, Carroll J, Duchen MR, Campbell K, Swann K. Mitochondrial function and redox state in mammalian embryos. Semin Cell Dev Biol Elsevier Ltd. 2009:346–53. https://doi.org/10.1016/j.semcdb.2008.12.013.
Magnusson C, Einarsson B, Nilsson BO. Oxygen consumption by the mouse blastocyst at activation for implantation. Acta Physiol Scand. 1986;127:215–21.
Wale PL, Gardner DK. Oxygen Regulates Amino Acid Turnover and Carbohydrate Uptake During the Preimplantation Period of Mouse Embryo Development1. Biol Reprod. Oxford University Press (OUP). 2012;87. https://doi.org/10.1095/biolreprod.112.100552.
Swain JE. Controversies in ART: can the IVF laboratory influence preimplantation embryo aneuploidy? Reprod BioMed Online. Elsevier Ltd. 2019:599–607. https://doi.org/10.1016/j.rbmo.2019.06.009.
Duranthon V, Watson AJ, Lonergan P. Preimplantation embryo programming: Transcription epigenetics, and culture environment. Reproduction. 2008;135:141–50.
Zeng F, Baldwin DA, Schultz RM. Transcript profiling during preimplantation mouse development. Dev Biol. 2004. https://doi.org/10.1016/j.ydbio.2004.05.018.
Renard JP, Philippon A, Menezo Y. In-vitro uptake of glucose by bovine blastocysts. J Reprod Fertil. 1980;58:161–4.
Leese HJ. Non-invasive methods for assessing embryos. Hum Reprod. Oxford University Press. 1987;2:435–8.
Gardner DK, Leese HJ. Assessment of embryo viability prior to transfer by the non-invasive measurement of glucose uptake. J Exp Zool. 1987;242:103–5.
Lane M, Gardner DK. Selection of viable mouse blastocysts prior to transfer using a metabolic criterion. Hum Reprod [Internet]. 1996;11:1975–8 Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8921074.
Gardner DK, Wale PL, Collins R, Lane M. Glucose consumption of single post-compaction human embryos is predictive of embryo sex and live birth outcome. Hum Reprod. Oxford University Press. 2011;26:1981–6.
Papkovsky DB, Dmitriev RI. Imaging of oxygen and hypoxia in cell and tissue samples. Cell Mol Life Sci [Internet]. 2018;75:2963–80 Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/29761206.
Hink MA, Bisselin T, Visser AJWG. Imaging protein-protein interactions in living cells. Plant Mol Biol [Internet]. 2002;50:871–83 Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/12516859.
Wang Y, Shyy JY, Chien S. Bioengineering in Cell and Tissue Research: Fluorescence Live-Cell Imaging: Principles and Applications in Mechanobiology. Proteins [Internet]. Berlin, Heidelberg: Springer Berlin Heidelberg; 2008;10:1–38. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/18647110
Van Munster EB, Gadella TWJ. Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy (FLIM). Adv Biochem Eng Biotechnol. 2005:143–75. https://doi.org/10.1007/b102213.
Sanchez T, Wang T, Pedro MV, Zhang M, Esencan E, Sakkas D, et al. Metabolic imaging with the use of fluorescence lifetime imaging microscopy (FLIM) accurately detects mitochondrial dysfunction in mouse oocytes. Fertil Steril. 2018;110:1387–97.
Ma N, de Mochel NR, Pham PD, Yoo TY, Cho KWY, Digman MA. Label-free assessment of pre-implantation embryo quality by the Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy (FLIM)-phasor approach. Sci Rep. Nature Publishing Group. 2019;9:1–13.
Ghukasyan V, Heikal A. Natural biomarkers for cellular metabolism: biology, techniques, and applications. 2014.
Berg S, Kutra D, Kroeger T, Straehle CN, Kausler BX, Haubold C, et al. ilastik: interactive machine learning for (bio) image analysis. Nat Methods. Nat Res Forum. 2019;16:1226–32.
Sanchez T, Venturas M, Aghvami SA, Yang X, Fraden S, Sakkas D, et al. Combined non-invasive metabolic and spindle imaging as potential tools for embryo and oocyte assessment. Hum Reprod [Internet]. 2019;34:2349–61 Available from: https://academic.oup.com/humrep/article/34/12/2349/5643744.
Houghton FD, Thompson JG, Kennedy CJ, Leese HJ. Oxygen consumption and energy metabolism of the early mouse embryo. Mol Reprod Dev [Internet]. 1996 [cited 2020 Apr 9];44:476–85. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8844690
Mills RM, Brinster RL. Oxygen consumption of preimplantation mouse embryos. Exp Cell Res. Academic Press. 1967;47:337–44.
Leese HJ. History of oocyte and embryo metabolism. Reprod Fertil Dev. CSIRO. 2015:567–71. https://doi.org/10.1071/RD14278.
Ng KYB, Mingels R, Morgan H, Macklon N, Cheong Y. In vivo oxygen, temperature and pH dynamics in the female reproductive tract and their importance in human conception: A systematic review. Hum Reprod Update. Oxford University Press. 2018;24:15–34.
Redel BK, Brown AN, Spate LD, Whitworth KM, Green JA, Prather RS. Glycolysis in preimplantation development is partially controlled by the Warburg Effect. Mol Reprod Dev. 2012;79:262–71.
Krisher RL, Prather RS. A role for the Warburg effect in preimplantation embryo development: Metabolic modification to support rapid cell proliferation. Mol Reprod Dev. 2012;79:311–20.
Bagheri D, Kazemi P, Sarmadi F, Shamsara M, Hashemi E, Daliri Joupari M, et al. Low oxygen tension promotes invasive ability and embryo implantation rate. Reprod Biol. Elsevier Sp. z o.o. 2018;18:295–300.
O’Fallon JV, Wright RW. Quantitative determination of the pentose phosphate pathway in preimplantation mouse embryos1. Biol Reprod. Oxford University Press (OUP). 1986:34, 58–64. https://doi.org/10.1095/biolreprod34.1.58.
O’Fallon JV, Wright RW. Calculation of the pentose phosphate and Embden-Myerhoff pathways from a single incubation with [U-14C]- and [5-3H]glucose. Anal Biochem. 1987;162:33–8.
Gardner HG, Kaye PL. Characterization of glucose transport in preimplantation mouse embryos. Reprod Fertil Dev. 1995;7:41–50.
Comizzoli P, Urner F, Sakkas D, Renard JP. Up-regulation of glucose metabolism during male pronucleus formation determines the early onset of the S phase in bovine zygotes1. Biol Reprod. Oxford University Press (OUP). 2003;68:1934–40.
Sanchez T, Seidler EA, Gardner DK, Needleman D, Sakkas D. Will non-invasive methods surpass invasive for assessing gametes and embryos? Fertil Steril. Elsevier Inc. 2017:730–7. https://doi.org/10.1016/j.fertnstert.2017.10.004.
Dumollard J, Carroll MR, Duchen K, Campbell K, Swann K. Mitochondrial function and redox state in mammalian embryos. Semin Cell Dev Biol 2009;20(3):346–53.