Các protein tương tác với beta spectrin không thuộc hồng cầu và tác động của chúng đến quá trình tetramer hóa spectrin

Springer Science and Business Media LLC - Tập 16 - Trang 595-609 - 2011
Akin Sevinc1, Leslie W. -M. Fung1
1Department of Chemistry, University of Illinois at Chicago, Chicago, USA

Tóm tắt

Bằng phương pháp hai lai men, chúng tôi đã sử dụng một mảnh C-tận (các dư lượng 1697–2145) của beta spectrin không thuộc hồng cầu (βII-C), bao gồm vùng liên quan đến sự kết hợp với alpha spectrin để hình thành tetramer, làm mồi để sàng lọc một thư viện cDNA não người nhằm xác định các protein tương tác với βII-C. Chúng tôi đã áp dụng các bước chọn lọc nghiêm ngặt để loại bỏ các kết quả dương giả và đã xác định được 17 protein tương tác với βII-C (IPβII-C s). Các protein này bao gồm một mảnh (các dư lượng 38–284) của "protein 3 liên quan đến apoptosis chứa miền THAP, isoform CRA g", "gen 2 ứng cử viên ức chế khối u glioma" (các dư lượng 1-478), một mảnh (các dư lượng 74–442) của isoform c septin 8, một mảnh (các dư lượng 704–953) của "phức hợp protein coatomer, chuỗi beta 1", một mảnh (các dư lượng 146–614) của protein kẽm-finger 251, và một mảnh (các dư lượng 284–435) của protein liên kết syntaxin 1. Chúng tôi đã sử dụng hệ thống ba lai men để xác định tác động của các protein tương tác với βII-C cũng như của 7 protein được xác định trước đó là tương tác với vùng tetramer hóa của alpha spectrin không thuộc hồng cầu (IPαII-N s) [1] lên sự hình thành tetramer spectrin. Các kết quả cho thấy rằng 3 IPβII-C s có khả năng liên kết với βII-C ngay cả khi có αII-N, và 4 IPαII-N s có khả năng liên kết với αII-N trong sự hiện diện của βII-C. Chúng tôi cũng phát hiện rằng mảnh protein liên kết syntaxin 1 đã làm mất tác động tương tác giữa αII-N và βII-C, gợi ý rằng protein này có thể làm suy giảm hoặc điều chỉnh sự hình thành tetramer của spectrin không thuộc hồng cầu.

Từ khóa

#beta spectrin không thuộc hồng cầu #tương tác protein #tetramer hóa spectrin #hai lai men #ba lai men

Tài liệu tham khảo

Oh, Y. and Fung, L.W.-M. Brain proteins interacting with the tetramerization region of non-erythroid alpha spectrin. Cell. Mol. Biol. Lett. 12 (2007) 604–620. Marchesi, V.T. and Steers, E. Selective solubilization of a protein component of the red cell membrane. Science 159 (1968) 203–204. Hiller, G. and Weber, K. Spectrin is absent in various tissue culture cells. Nature 299 (1977) 181–183. Levine, J. and Willard, M. Axonally transported polypeptides associated with the internal periphery of many cells. J. Cell Biol. 90 (1981) 631–643. Lee, J.K., Coyne, R.S., Dubreuil, R.R., Goldstein, L.S.B. and Branton, D. Cell shape and interaction defects in α-spectrin mutants of Drosophila Melanogaster. J. Cell Biol. 123 (1993) 1797–1809. Pinder, J.C. and Baines, A.J. A protein accumulator. Nature 406 (2000) 253–254. Djinovic-Carugo, K., Gautel, M., Ylanne, J. and Young, P. The spectrin repeat: a structural platform for cytoskeletal protein assemblies. FEBS Lett. 513 (2002) 119–123. Gascard, P. and Mohandas, N. New insights into functions of erythroid proteins in nonerythroid cells. Curr. Opin. Hematol. 7 (2000) 123–129. Sridharan, D.M., McMahon, L.W. and Lambert, M. W. αII-spectrin interacts with five groups of functionally important proteins in the nucleus. Cell Biol. Int. 30 (2006) 866–878. Kanda, K., Tanaka, T. and Sobue, K. Calspectin (fodrin or nonerythroid spectrin)-actin interaction: a possible involvement of 4,1-related protein. Biochem. Biophys. Res. Commun. 140 (1986) 1051–1058. Tsukita, S., Tsukita, S., Ishikawa, H., Kurokawa, M., Morimoto, K., Sobue, K. and Kakiuchi, S. Binding sited of calmodulin and actin on the brain spectrin, calspectin. J. Cell Biol. 97 (1983) 574–578. Sobue, K., Kanda, K. and Kakiuchi, S. Solubilization and partial purification of protein kinase systems from brain membranes that phosphorylate calspectin: a spectrin-like calmodulin-binding protein (fodrin). FEBS Lett. 150 (1982) 185–190. Riederer, B.M., Lopresti, L.L., Krebs, K.E., Zagon, I.S. and Goodman, S.R. Brain spectrin (240/235) and brain spectrin (240/235E): conservation of structure and location within mammalian neural tissue. Brain Res. Bull. 21 (1988) 607–616. Ohara, O., Ohara, R., Yamakawa, H., Nakajima, D. and Nakayama, M. Characterization of a new β-spectrin gene which is predominantly expressed in brain. Mol. Brain Res. 57 (1998) 181–192. Tang, Y., Katuri, V., Iqbal, S., Narayan, T., Wang, Z., Lu, R.S., Mishra, L. and Mishra, B. ELF a beta-spectrin is a neuronal precursor cell marker in developing mammalian brain; structure and organization of the elf/beta-G spectrin gene. Oncogene 21 (2002) 5255–5267. Lambert, S. and Bennett, V. Postmitotic expression of ankyrinR and beta R-spectrin in discrete neuronal populations of the rat brain. J. Neurosci. 13 (1993) 3725–3735. Tang, Y., Katuri, V., Dillner, A., Mishra, B., Deng, C.-X. and Mishra, L. Disruption of transforming growth factor-β signaling in ELF β-spectrindeficient mice. Science 299 (2003) 574–577. Bennett, V. and Baines, A.J. Spectrin and ankyrin-based pathways: metazoan inventions for integrating cells into tissues. Physiol. Rev. 81 (2001) 1353–1392. Norman, K.R. and Moerman, D.G. Alpha spectrin is essential for morphogenesis and body wall muscle formation in Caenorhabditis elegant. J. Cell. Biol. 157 (2002) 665–677. McMahon, K.R., Zhang, P., Sridharan, D.M., Lefferts, J.A. and Lambert, M.W. Knockdown of alpha II spectrin in normal human cells by siRNA leads to chromosomal instability and decreased DNA interstrand cross-link repair. Biochem. Biophys. Res. Commun. 381 (2009) 288–293. DeSilva, T.M., Peng, K.-C., Speicher, K.D. and Speicher, D.W. Analysis of human red cell spectrin tetramer (head-to-head) assembly using complementary univalent peptides. Biochemistry 31 (1992) 10872–10878. Bignone, P.A., King, M.D., Pinder, J.C. and Baines, A.J. Phosphorylation of a threonine unique to the short C-terminal isoform of betaII-spectrin links regulation of alpha-spectrin interaction to neuritogenesis. J. Biol. Chem. 232 (2007) 888–896. Speicher, D., DeSilva, T., Speicher, K., Ursitti, J., Hembach, P. and Weglarz, L. Location of the human red cell spectrin tetramer binding site and detection of a related “closed” hairpin loop dimer using proteolytic footprinting. J. Biol. Chem. 268 (1993) 4227–4235. Mehboob, S., Luo, B.-H., Fu, W., Johnson, M.E. and Fung, L.W.-M. Conformational studies of the tetramerization site of human erythroid spectrin by cysteine-scanning spin-labeling EPR methods. Biochemistry 44 (2005) 15898–15905. Ipsaro, J.J., Harper, S.L., Messick, T.E., Marmorstein, R., Mondragon, A. and Speicher, D.W. Crystal structure and functional interpretation of the erythrocyte spectrin tetramerization domain complex. Blood 115 (2010) 4843–4852. Song, Y., Antoniou, C., Memic, A., Kay, B.K. and Fung, L.W.-M. Apparent structural differences at the tetramerization region of erythroid and nonerythroid beta spectrin as discriminated by phage displayed scFvs. Protein Sci. 20 (2011) 867–879. Antoniou, A., Lam, V.Q. and Fung, L.W.-M. Conformational changes at the tetramerization site of erythroid α-spectrin upon binding β-spectrin: a spin label EPR study. Biochemistry 47 (2008) 10765–10772. Song, Y., Pipala, N.H. and Fung, L.W.-M. The L49F mutation in alpha erythroid spectrin induces local disorder in the tetramer association region: fluorescence and molecular dynamics studies of free and bound alpha spectrin. Protein Sci. 18 (2009) 1916–1925. Mehboob, S., Song, Y., Witek, M., Long, F., Santarsiero, B.D., Johnson, M.E. and Fung, L.W.-M. Crystal structure of the nonerythroid α-spectrin tetramerization site reveals differences between erythroid and nonerythroid spectrin tetramer formation. J. Biol. Chem. 285 (2010) 14572–14587. Mehboob, S., Luo, B.-H., Patel, B.M. and Fung, L.W.-M. αβ spectrin coiled coil association at the tetramerization site. Biochemistry 40 (2001) 12457–12464. Mehboob, S., Jacob, J., May, M., Kotula, L., Thiyagarajan, P., Johnson, M.E. and Fung, L.W.-M. Structural analysis of the αN-terminal region of erythroid and nonerythroid spectrins by small-angle X-ray scattering. Biochemistry 42 (2003) 14702–14710. Begg, G.E., Morris, M.B. and Ralston G.B. Comparison of the saltdependent self-association of brain and erythroid spectrin. Biochemistry 36 (1997) 6977–6985. Sumandea, C.A. and Fung, L.W.-M. Mutational effects at the tetramerization site of nonerythroid alpha spectrin. Mol. Brain Res. 136 (2005) 81–90. Marchler-Bauer, A., Lu, S., Anderson, J.B., Chitsaz, F., Derbyshire M.K., DeWeese-Scott, C., Fong, J.H., Geer, L.Y., Geer, R.C., Gonzales, N.R., Gwadz, M., Hurwitz, D.I., Jackson, J.D., Ke, Z., Lanczycki, C.J., Lu, F., Marchler, G.H., Mullokandov, M., Omelchenko, M.V., Robertson, C.L., Song, J.S., Thanki, N., Yamashita, R.A., Zhang, D., Zhang, N., Zheng, C. and Bryant, S.H. CDD: a conserved domain database for the functional annotation of proteins. Nucleic Acids Res. 39 (2011) D225–D229. Roussigne, M., Kossida, S., Lavigne, A.-C., Clouaire, T., Ecochard, V., Glories, A., Amalric, F. and Girard, J.-P. The THAP domain: a novel protein motif with similarity to the DNA-binding domain of P lelement transposase. Trends Biochem. Sci. 28 (2003) 66–69. Macara, I.G., Baldarelli, R., Field, C.M., Glotzer, M., Hayashi, Y., Hsu, S.C., Kennedy, M.B., Kinoshita, M., Longtine, M., Low, C., Maltais, L.J., McKenzie, L., Mitchison, T.J., Nishikawa, T., Noda, M., Petty, E.M., Peifer, M., Pringle, J.R., Robinson, P.J., Roth, D., Russel, S., Stuhlmann, H., Tanaka, M., Tanaka, R., Trimble, W., Ware, J., Zeleznik-Le, N.J. and Zieger, B. Mammalian septins nomenclature. Mol. Biol. Cell 13 (2002) 4141–4143. Peterson, E.A. and Petty, E.M. Conquering the complex world of human septins: implications for health and disease. Clin. Genet. 77 (2010) 511–524. Han, G.A., Malintan, N.T., Collins, B.M., Meunier, F.A. and Sugita, S. Munc18-1 as a key regulator of neurosecretion. J. Neurochem. 115 (2010) 1–10. David, Y., Ziv, T., Admon, A. and Navon, A. The E2 ubiquitin-conjugating enzymes direct polyubiquitination to preferred lysines. J. Biol. Chem. 285 (2010) 8595–8604. Ardley, H.C., Moynihan, T.P. Markham, A.F. and Robinson, P.A. Promoter analysis of the human ubiquitin-conjugating enzyme gene family UBE2L1-4, including UBE2L3 which encodes UbcH7. Biochim. Biophys. Acta 1491 (2000) 57–64. Good, M.C., Zalatan, J.G. and Lim, W.A. Scaffold proteins: hubs for controlling the flow of cellular information. Science 332 (2011) 680–686.