Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Ôxít nitric làm giảm sự giải phóng amoni trong nòng nọc của ếch móng vuốt, Xenopus laevis, Daudin
Tóm tắt
Trong nghiên cứu hiện tại, chúng tôi đã định lượng các hậu quả sinh lý của ôxít nitric (NO) đối với việc giải phóng amoni trong nòng nọc của loài Xenopus laevis. Nòng nọc được phơi nhiễm với S-nitro-N-acetylpenicillamine (SNAP), một chất cho NO, hoặc L-arginine, chất nền của tổng hợp NO (NOS), cho thấy sự giảm đi có thể hồi phục, trong khi các cá thể được điều trị bằng chất ức chế NOS Nω-methyl-L-arginine (L-NMMA) lại có sự gia tăng trong việc giải phóng amoni. Việc giải phóng amoni có thể có liên quan sinh lý trong quá trình phản ứng căng thẳng của động vật. Việc xử lý nòng nọc cũng như việc tiếp xúc với môi trường hạ thẩm thấu đã làm tăng sự giải phóng amoni. Để định vị các tế bào tổng hợp NO, chúng tôi đã sử dụng diaminofluorescein-diacetate (DAF-2DA), một dye huỳnh quang nhạy cảm với NO, và hóa sinh NADPH-diaphorase, một chỉ số cho hoạt động của NOS. Chúng tôi đã quan sát được tín hiệu huỳnh quang cũng như hoạt động của NADPH-diaphorase ở những tế bào nhỏ, đơn độc trong biểu bì. Tương tự như hóa sinh NADPH-diaphorase, nhuộm bạc nitrate và gắn rhodamine, các chỉ thị cho các tế bào giàu ti thể, đã cho thấy phản ứng mạnh trong các tế bào này. Những quan sát này chỉ ra rằng NO (1) ức chế sự giải phóng amoni, và (2) được tổng hợp nội sinh trong các tế bào giàu ti thể ở nòng nọc Xenopus. Dựa trên các kết quả hóa sinh của chúng tôi, chúng tôi suy đoán rằng biểu mô mang và biểu bì hoạt động song song để giải phóng amoni vì mô biểu bì chứa các tế bào giàu ti thể và tích cực với NADPH-diaphorase.
Từ khóa
#ôxít nitric #giải phóng amoni #nòng nọc #Xenopus laevis #sinh lý họcTài liệu tham khảo
Andersson U, Leighton B, Young ME, Blomstrand E, Newsholme EA (1998) Inactivation of aconitase and oxoglutarate dehydrogenase in skeletal muscle in vitro by superoxide anions and/or nitric oxide. Biochem Biophys Res Commun 249:512–516
Beesly JE (1995) Histological methods for detection nitric oxide synthase. Histochem J 27:757–769
Bolanos JP, Peuchen S, Heales SJ, Land JM, Clark JB (1994) Nitric oxide mediated inhibition of the mitochondrial respiratory chain in cultured astrocytes. J Neurochem 63:910–916
Boneh A (2006) Regulation of mitochondrial oxidative phosphorylation by second messenger-mediated signal transduction mechanisms. Cell Mol Life Sci 29:1–13
Brookes PS (2004) Mitochondrial nitric oxide synthase. Mitochondrion 3:187–204
Brune B, Mohr S (2001) Protein thiol modification of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase and caspase-3 by nitric oxide. Curr Protein Pept Sci 2:61–72
Copeland DE (1948) The cytological basis of chloride transfer in the gills of Fundulus heteroclitus. J Morphol 82:201–218
Das S, Srivastava GJ (1978) Responses of gill to various changes in salinity in fresh water teleost Colisa fasciatus (Bl. And Schn.). Z Mikrosk Anat Forsch 92:770–780
Ebbesson LO, Tipsmark CK, Holmqvist B, Nilsen T, Andersson E, Stefansson SO, Madsen SS (2005) Nitric oxide synthase in the gill of Atlantic salmon: colocalization with and inhibition of Na+, K+-ATPase. J Exp Biol 208:1011–1017
Evans DH, Piermarini PM, Choe KP (2005) The multifunctional fish gill: dominant site of gas exchange, osmoregulation, acid-base regulation, and excretion of nitrogenous waste. Physiol Rev 85:97–177
Fox H (1986) The skin of amphibian—epidermis. In: Bereiter-Hahn J, Matoltsy AG, Richards KS (eds) Biology of the integument 2. Springer, Heidelberg, pp 78–110
Galvez F, Reid SD, Hawkings G, Goss GG (2002) Isolation and characterization of mitochondria-rich cell types from the gill of freshwater rainbow trout. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 282:658–668
Garcia Romeu F, Salibian A (1968) Sodium uptake and ammonia excretion through the in vivo skin of the South American frog Leptodactylus ocellatus (L., 1758). Life Sci 7:465–470
Garthwaite G, Bartus K, Malcolm D, Goodwin D, Kollb-Sielecka M, Dooldeniya C, Garthwaite J (2006) Signaling from blood vessels to CNS axons through nitric oxide. J Neurosci 26:7730–7740
Hanafy KA, Krumenacker JS, Murad F (2001) NO, nitrotyrosine, and cyclic GMP in signal transduction. Med Sci Monit 7:801–819
He H, Podymow T, Zimpelmann J, Burns KD (2003) NO inhibits Na+-K+-2Cl− cotransport via a cytochrome P-450-dependent pathway in renal epithelial cells (MMDD1). Am J Physiol Ren Physiol 284:653–666
Hirose S, Kaneko T, Naito N, Takei Y (2003) Molecular biology of major components of chloride cells. Comp Biochem Physiol Part B 136:593–620
Katz U, Gabbay S (1995) Dynamics and density of mitochondria-rich cells in toad skin epithelium. Biol Cell 85:185–190
Katz U, Rozman A, Zaccone G, Fasulo S, Gabbay S (2000) Mitochondria-rich cells in anuran amphibian: chloride conductance and regional distribution over the body surface. Comp Biochem Physiol A 125:131–139
Kiesecker JM, Chivers DP, Marco A, Quilchano C, Anderson MT, Blaustein AR (1999) Identification of a disturbance signal in larval red-legged frogs, Rana aurora. Anim Behav 57:1295–1300
Kloas W, Reinecke M, Hanke W (1997) Stage-dependent changes in adrenal steroids and catecholamines during development in Xenopus laevis. Gen Comp Endocrinol 108:416–426
Marcaggi P, Coles JA (2001) Ammonium in nervous tissue: transport across cell membranes, fluxes from neurons to glial cells, and role in signaling. Prog Neurobiol 64:157–83
Marschall WS (2002) Na+, Cl−, Ca2+, and Zn2+ transport by fish gills: retrospective review and prospective synthesis. J Exp Zool 293:264–283
McCormick SD (1990) Cortisol directly stimulates differentiation of chloride cells in tilapia opercular membrane. Am J Physiol 259:857–863
McCormick SD, Bern HA (1989) In vitro stimulation of Na+/K+-ATPase activity and ouabain binding by cortisol in coho salmon gill. Am J Physiol 256:707–15
Michelakis ED, McMurtry MS, Sonnenberg B, Archer SL (2003) The NO - K+ channel axis in pulmonary arterial hypertension. Activation by experimental oral therapies. Adv Exp Med Biol 543:293–322
Ortiz PA, Garvin JL (2002) Role of nitric oxide in the regulation of nephron transport. Am J Physiol Ren Physiol 282:777–784
Ott SR, Elphick MR (2003) New techniques for whole-mount NADPH-diaphorase histochemistry demonstrated in insect ganglia. J Histochem Cytochem 51:523–532
Ott P, Clemmesen O, Larsen FS (2005) Cerebral metabolic disturbances in the brain during acute liver failure: from hyperammonemia to energy failure and proteolysis. Neurochem Int 47:13–8
Peunova N, Scheinker V, Cline H, Enikolopov G (2001) Nitric oxide is an essential negative regulator of cell proliferation in Xenopus brain. J Neurosci 21:8809–8818
Randall DJ, Chew SF, Wilson JM (2004) Air breathing and ammonia excretion in the giant mudskipper, Periophthalmodon schlosseri. Physiol Biochem Zool 77:783–788
Räthel TR, Leikert JF, Vollmar AM, Dirsch VM (2003) Application of 4,5-diaminofluorescin to reliably measure nitric oxide released from endothelial cells in vitro. Biol Proced Online 5:136–142
Rodriguez J, Specian V, Maloney R, Jourd’heuil D, Feelisch M (2005) Performance of diamino fluorophores for the localization of sources and targets of nitric oxide. Free Radical Biol Med 38:356–368
Roos A, Boron WF (1981) Intracellular pH. Physiol Rev 61:296–434
Sirover MA (1999) New insights into an old protein: the functional diversity of mammalian glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. Biochim Biophys Acta 1432:159–84
Tipsmark CK, Madsen SS (2003) Regulation of Na+/K+-ATPase activity by nitric oxide in the kidney and gill of the brown trout (Salmo trutta). J Exp Biol 206:1503–1510
Ultsch GR, Bradford DF, Freda J (1999) Phyisology. In: McDiarmid RW, Altig R (eds) Tadpoles: the biology of anuran larvae. University of Chicago Press, Chicago, pp 189–214
Underhay E, Baldwin E (1955) Nitrogen excretion in the tadpoles of Xenopus laevis Daudin. Biochem J 61:544–547
Zug GR, Vitt LJ, Galdwell JP (2001) Herpetology: An introductory biology of amphibians and reptiles. 2nd Edn. Academic, New York