Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Những Hiểu Biết Mới Về Sự Giải Thích Huỳnh Quang Tryptophan
Tóm tắt
Nguồn gốc của huỳnh quang tryptophan đến nay vẫn là một câu đố chưa được giải quyết hoàn toàn. Các đặc tính phát xạ huỳnh quang của tryptophan trong protein nói chung được coi là kết quả của sự tương tác giữa fluorophore và môi trường của nó. Ví dụ, sản lượng lượng tử huỳnh quang thấp được cho là kết quả của sự tương tác quan trọng giữa fluorophore và môi trường. Tuy nhiên, chúng ta có chắc rằng fluorophore đã được kích thích khi hấp thụ ánh sáng? Điều gì sẽ xảy ra nếu sự kích thích fluorophore không xảy ra do cấu hình bên trong đặc trưng cho môi trường fluorophore? Chúng ta có chắc rằng tất cả năng lượng hấp thụ đều được sử dụng cho quá trình kích thích không? Thời gian sống huỳnh quang của các gốc Trp được coi là xuất phát từ các rotamer hoặc conformer, kết quả từ sự quay của vòng indole trong các liên kết peptide. Tuy nhiên, làm thế nào chúng ta có thể giải thích thực tế rằng trong hầu hết các protein, hai thời gian sống 0.5 và 3 ns, được gán cho các conformer, cũng được quan sát thấy cho tryptophan tự do trong dung dịch? Công trình hiện tại, thực hiện trên tryptophan và tyrosine tự do trong dung dịch và trên các protein khác nhau, cho thấy phổ hấp thụ và phổ kích thích chồng chéo lên nhau nhưng cường độ của chúng ở các bước sóng kích thích khác nhau không nhất thiết phải bằng nhau. Chúng tôi cũng phát hiện rằng cường độ phát xạ huỳnh quang được ghi nhận tại các bước sóng kích thích khác nhau phụ thuộc vào cường độ tại các bước sóng kích thích này và không phụ thuộc vào mật độ quang học. Do đó, kích thích không đồng nghĩa với hấp thụ. Trong cách giải thích dữ liệu của chúng tôi, chúng tôi cho rằng các photon đã hấp thụ không nhất thiết chỉ được sử dụng cho quá trình kích thích, một phần trong số đó được sử dụng để tái tổ chức các phân tử fluorophore trong một trạng thái mới (cấu trúc kích thích) và một phần khác được sử dụng cho quá trình kích thích. Một tham số mới có thể được định nghĩa để đặc trưng cho tỷ lệ số photon phát ra so với số photon thực tế được sử dụng để kích thích fluorophore. Chúng tôi gọi tham số này là tỷ lệ phát xạ trên kích thích. Vì kết quả của chúng tôi được quan sát cho các fluorophore tự do trong dung dịch và có mặt trong các protein nên sự tái tổ chức cấu trúc không phụ thuộc vào xương sống protein. Do đó, thời gian sống huỳnh quang (0.5 và 3 ns) được quan sát cho các phân tử tryptophan là kết quả từ các cấu trúc mới thu được trong trạng thái kích thích. Lý thuyết của chúng tôi mở ra một hướng mới trong việc hiểu nguồn gốc của huỳnh quang protein và huỳnh quang của các axit amin thơm.
Từ khóa
#huỳnh quang #tryptophan #fluorophore #protein #cấu trúc kích thích #thời gian sống huỳnh quang #tái tổ chức cấu trúcTài liệu tham khảo
Lakowicz JR (1999) Principles of fluorescence spectroscopy. Plenum, New York, 1983
Albani JR (2004) Structure and dynamics of macromolecules: absorption and fluorescence studies. Elsevier, Amsterdam
Demchenko AP (2002) The red-edge effects: 30 years of exploration. Luminescence 17:19–42
Granjon T, Vacheron MJ, Vial C, Buchet R (2002) Mitochondrial creatine kinase binding to phospholipids decreases fluidity of membranes and promotes new lipid-induced beta structures as monitored by red edge excitation shift, laurdan fluorescence, and FTIR. Biochemistry 40:6016–6026
Albani JR (2006) Progesterone binding to the tryptophan residues of human α1-acid glycoprotein. Carbohydr Res 341:2557–2564
Miller JN (1961) Standards in fluorescence spectrometry: techniques in visible and ultraviolet spectrometry, vol 2. Chapman and Hall, New York
Teale FWJ (1960) The ultraviolet fluorescence of proteins in neutral solution. Biochem J 76:381–388
Lakowicz JR, Gratton E, Cherek H, Maliwal BP, Laczko G (1984) Determination of time-resolved fluorescence emission spectra and anisotropies of a fluorophore-protein complex using frequency-domain phase-modulation fluorometry. J Biol Chem 259:10967–10972
Demchenko AP (1985) Fluorescence molecular relaxation studies of protein dynamics: the probe binding site of melittin is rigid on the nanosecond time scale. FEBS Lett 182:99–102
Steiner RF, Norris L (1987) Fluorescence dynamics studies of troponin C. Biopolymers 26:1189–1204
Albani J (1992) Motions studies of the human α1-acid glycoprotein (orosomucoid) followed by red-edge excitation spectra and polarization of 2-p-toluidinylnaphthalene-6-sulfonate (TNS) and of tryptophan residues. Biophys Chemist 44: 129–137
Albani JR (1996) Dynamics of Lens culinaris agglutinin studied by red-edge excitation spectra and anisotropy measurements of 2-p-toluidinylnaphthaline-6-sulfonate (TNS) and of tryptophan residues. J Fluoresc 6:199–208
