Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Khảo sát phân tử về ký sinh trùng Babesia ở Kenya: báo cáo chi tiết đầu tiên về sự xuất hiện của Babesia bovis ở gia súc
Tóm tắt
Trong số các ký sinh trùng nguyên sinh thuộc giống Babesia, Babesia bigemina là loài nội sinh và phổ biến ở khu vực Đông Phi, trong khi tình trạng của Babesia bovis, một loài có khả năng gây bệnh cao hơn, vẫn chưa rõ mặc dù đã có mặt của vector ve Rhipicephalus microplus, loài truyền bệnh cho cả hai loài. Các nghiên cứu gần đây đã xác nhận sự xuất hiện của R. microplus ở Kenya ven biển, và mặc dù DNA của B. bovis đã từng được phát hiện trong máu gia súc tại Kenya, chưa có cuộc giám sát nào được thực hiện để xác định tỷ lệ lưu hành của nó. Do đó, nghiên cứu này đã xem xét sự xuất hiện của B. bovis ở gia súc tại huyện Kwale, Kenya, nơi R. microplus hiện có số lượng lớn. Một xét nghiệm multiplex TaqMan PCR thời gian thực cụ thể loài nhắm vào hai gen của Babesia bovis, RNA ribosomal 18S và cytochrome b mã hóa mitochonria, và gen cytochrome b của B. bigemina đã được sử dụng để sàng lọc 506 mẫu DNA máu gia súc được thu thập từ huyện Kwale về sự hiện diện của DNA ký sinh trùng Babesia. Một nhóm con 29 mẫu PCR dương tính với B. bovis đã được khuếch đại thêm bằng PCR nhúng cụ thể B. bovis với protein hình cầu-4 (SBP-4) và các sản phẩm thu được đã được giải trình tự để xác nhận sự hiện diện của B. bovis. Tổng cộng có 131 động vật (25.8%) được phát hiện có bệnh babesiosis ở bò dựa trên PCR thời gian thực. Hai mươi bốn trình tự nucleotide SBP4 thu được đều khớp với B. bovis với độ tương đồng 97-100%. Trong số 131 động vật bị nhiễm, 87 (17.2%) dương tính với B. bovis trong khi 70 (13.8%) có B. bigemina và 26 (5.1%) được quan sát đồng nhiễm cả hai loài Babesia. Tổng cộng có 61 động vật (12.1%) được phát hiện nhiễm ký sinh trùng B. bovis chỉ, trong khi 44 động vật (8.7%) chỉ có B. bigemina. Các nhiễm trùng Babesia bovis và B. bigemina được phát hiện ở ba huyện con của Kwale. Những phát hiện này cho thấy tỷ lệ lưu hành cao của B. bovis có khả năng gây bệnh ở khu vực Kenya dọc theo một tuyến thương mại gia súc xuyên biên giới nhộn nhịp với nước láng giềng Tanzania. Xét nghiệm multiplex PCR thời gian thực Babesia được sử dụng trong nghiên cứu này là cụ thể và có thể phát hiện và phân biệt hai loài Babesia và nên được sử dụng cho giám sát định kỳ B. bovis để theo dõi sự lây lan và thiết lập của tác nhân gây bệnh ở các nước châu Phi khác nơi B. bigemina là loài nội sinh. Hơn nữa, những phát hiện này nhấn mạnh mối đe dọa của bệnh babesiosis gây tử vong do B. bovis, tình trạng nội sinh của nó vẫn chưa được xác định.
Từ khóa
Tài liệu tham khảo
Jongejan F, Uilenberg G. The global importance of ticks. Parasitology. 2004;129:S3.
Minjauw B, Mcleod A. Tick-borne diseases and poverty: the impact of ticks and tickborne diseases on the livelihood of small-scale and marginal livestock owners in India and eastern and southern Africa. Research report, DFID Animal Health Programme, Centre for Tropical Veterinary Medicine, University of Edinburgh, UK. 2003
Friedhoff KT. Transmission of Babesia. In: Babesiosis of domestic animals and man. USA: CRC Press; 1988. p. 23–52.
Lynen G, Zeman P, Bakuname C, Di Giulio G, Mtui P, Sanka P, et al. Shifts in the distributional ranges of Boophilus ticks in Tanzania: evidence that a parapatric boundary between Boophilus microplus and B. decoloratus follows climate gradients. Exp Appl Acarol. 2008;44:147–64.
Walker JB. The ixodid ticks of Kenya: a review of present knowledge of their hosts and distribution. J Parasitol. 1974;61:694.
Zulu FP, Okello-Onen J, Punyua D, Essuman S, Malonza MM. A note on the ticks of domestic animals in Coast Province, Kenya. Insect Sci Appl. 1998;18:163–5.
De Clercq EM, Vanwambeke SO, Sungirai M, Adehan S, Lokossou R, Madder M. Geographic distribution of the invasive cattle tick Rhipicephalus microplus, a country-wide survey in Benin. Exp Appl Acarol. 2012;58:441–52.
Adakal H, Biguezoton A, Zoungrana S, Courtin F, de Clercq EM, Madder M. Alarming spread of the Asian cattle tick Rhipicephalus microplus in West Africa—another three countries are affected: Burkina Faso, Mali and Togo. Exp Appl Acarol. 2013;61:383–6.
Kamani J, Apanaskevich DA, Gutiérrez R, Nachum-Biala Y, Baneth G, Harrus S. Morphological and molecular identification of Rhipicephalus (Boophilus) microplus in Nigeria, West Africa: a threat to livestock health. Exp Appl Acarol. 2017;73:283–96.
Gomes AF, Neves L. Rhipicephalus microplus (Acarina, Ixodidae) in Angola: evidence of its establishment and expansion. Exp Appl Acarol. 2018;74:117–22.
Silatsa BA, Kuiate JR, Njiokou F, Simo G, Feussom JMK, Tunrayo A, et al. A countrywide molecular survey leads to a seminal identification of the invasive cattle tick Rhipicephalus (Boophilus) microplus in Cameroon, a decade after it was reported in Cote d’Ivoire. Ticks Tick Borne Dis. 2019;10:585–93.
Muhanguzi D, Byaruhanga J, Amanyire W, Ndekezi C, Ochwo S, Nkamwesiga J, et al. Invasive cattle ticks in East Africa: morphological and molecular confirmation of the presence of Rhipicephalus microplus in south-eastern Uganda. Parasit Vectors. 2020;13:1–9.
Kanduma EG, Emery D, Githaka NW, Nguu EK, Bishop RP, Šlapeta J. Molecular evidence confirms occurrence of Rhipicephalus microplus Clade A in Kenya and sub-Saharan Africa. Parasit Vectors. 2020;13:1–15.
Mamiro KA, Magwisha HB, Rukambile EJ, Ruheta MR, Kimboka EJ, Malulu DJ, et al. Occurrence of ticks in cattle in the new pastoral farming areas in Rufiji District. Tanzania J Vet Med. 2016;2016:1–5.
Damian D, Damas M, Wensman JJ, Berg M. Genetic relationship between hard ticks (Ixodidae) infesting cattle from select areas of a wildlife-livestock interface ecosystem at Mikumi National Park, Tanzania. Vector-Borne Zoonotic Dis. 2021;21:191–9.
Damian D, Damas M, Wensman JJ, Berg M. Molecular diversity of hard tick species from selected areas of a wildlife-livestock interface ecosystem at Mikumi National Park, Morogoro Region, Tanzania. Vet Sci. 2021;8:1–11.
Young AS, Morzaria SP. Biology of Babesia. Parasitol Today. 1986;2:211–9.
Bock R, Jackson L, De Vos A, Jorgensen W. Babesiosis of cattle. Parasitology. 2004;129:S1–247.
Walker A, Bouattour A, Camicas J, Estrada-peña A, Horak I, Latif A, et al. Ticks of domestic animals in Africa: a guide to identification of species. Edinburgh: Bioscience Reports; 2003.
McLeod A, Kristjanson R. Impact of ticks and associated diseases on cattle in Asia, Australia and Africa. ILRI and eSYS Report to ACIAR. Nairobi: International Livestock Research Institute; 1999.
Gachohi JM, Ngumi PN, Kitala PM, Skilton RA. Estimating seroprevalence and variation to four tick-borne infections and determination of associated risk factors in cattle under traditional mixed farming system in Mbeere District, Kenya. Prev Vet Med. 2010;95:208–23.
Gitau GK, Perry BD, Katende JM, McDermott JJ, Morzaria SP, Young AS. The prevalence of serum antibodies to tick-borne infections in cattle in smallholder dairy farms in Murang’a District, Kenya; a cross-sectional study. Prev Vet Med. 1997;30:95–107.
Mbogo SK. Epidemiology of ticks and tick-borne diseases in Kenya: future research needs and priorities. In: FAO/ILRI workshop on the epidemiology of ticks and tick-borne diseases in eastern, central and southern Africa, Harare (Zimbabwe), 12–13 Mar 1996. ILRI. 1996.
Okuthe OS, Buyu GE. Prevalence and incidence of tick-borne diseases in smallholder farming systems in the western-Kenya highlands. Vet Parasitol. 2006;141:307–12.
Wesonga FD, Gachohi JM, Kitala PM, Gathuma JM, Njenga MJ. Seroprevalence of Anaplasma marginale and Babesia bigemina infections and associated risk factors in Machakos County, Kenya. Trop Anim Health Prod. 2017;49:265–72.
Njiiri NE, Bronsvoort de BMC, Collins NE, Steyn HC, Troskie M, Vorster I, et al. The epidemiology of tick-borne haemoparasites as determined by the reverse line blot hybridization assay in an intensively studied cohort of calves in western Kenya. Vet Parasitol. 2015;210:69–76.
Adjou Moumouni PF, Aboge GO, Terkawi MA, Masatani T, Cao S, Kamyingkird K, et al. Molecular detection and characterization of Babesia bovis, Babesia bigemina, Theileria species and Anaplasma marginale isolated from cattle in Kenya. Parasit Vectors. 2015;8:496.
Kim C, Iseki H, Herbas MS, Yokoyama N, Suzuki H, Xuan X, et al. Development of TaqMan-based real-time PCR assays for diagnostic detection of Babesia bovis and Babesia bigemina. Am J Trop Med Hyg. 2007;77:837–41.
Zhang B, Sambono JL, Morgan JAT, Venus B, Rolls P, Lew-Tabor AE. An evaluation of quantitative PCR assays (TaqMan® and SYBR Green) for the detection of Babesia bigemina and Babesia bovis, and a novel fluorescent-ITS1-PCR capillary electrophoresis method for genotyping B. bovis isolates. Vet Sci. 2016;3:23.
Terkawi MA, Huyen NX, Shinuo C, Inpankaew T, Maklon K, Aboulaila M, et al. Molecular and serological prevalence of Babesia bovis and Babesia bigemina in water buffaloes in the northeast region of Thailand. Vet Parasitol. 2011;178:201–7.
Altschul S, Gish W, Miller W, Myers E. Basic local alignment search tool. J Mol. 1990;215:403–10.
Madeira F, Park YM, Lee J, Buso N, Gur T, Madhusoodanan N, et al. The EMBL-EBI search and sequence analysis tools APIs in 2019. Nucleic Acids Res. 2019;47:W636–41.
Adjou Moumouni PF, Aplogan GL, Katahira H, Gao Y, Guo H, Efstratiou A, et al. Prevalence, risk factors, and genetic diversity of veterinary important tick-borne pathogens in cattle from Rhipicephalus microplus-invaded and non-invaded areas of Benin. Ticks Tick Borne Dis. 2018;9:450–64.
Guswanto A, Allamanda P, Mariamah ES, Sodirun S, Wibowo PE, Indrayani L, et al. Molecular and serological detection of bovine babesiosis in Indonesia. Parasit Vectors. 2017;10:1–13.
Tebele N, Skilton RA, Katende J, Wells CW, Nene V, McElwain T, et al. Cloning, characterization, and expression of a 200-kilodalton diagnostic antigen of Babesia bigemina. J Clin Microbiol. 2000;38:2240–7.
Buling A, Criado-Fornelio A, Asenzo G, Benitez D, Barba-Carretero JC, Florin-Christensen M. A quantitative PCR assay for the detection and quantification of Babesia bovis and B. bigemina. Vet Parasitol. 2007;147:16–25.
Oliveira-Sequeira TCG, Oliveira MCS, Araujo JP, Amarante AFT. PCR-based detection of Babesia bovis and Babesia bigemina in their natural host Boophilus microplus and cattle. Int J Parasitol. 2005;35:105–11.
Lew AE, Dalrymple BP, Jeston PJ, Bock RE. PCR methods for the discrimination of Babesia bovis isolates. Vet Parasitol. 1997;71:223–37.
Brayton KA, Lau AOT, Herndon DR, Hannick L, Kappmeyer LS, Berens SJ, et al. Genome sequence of Babesia bovis and comparative analysis of apicomplexan hemoprotozoa. PLoS Pathog. 2007;3:1401–13.
Verhoef JMJ, Meissner M, Kooij TWA. Organelle dynamics in apicomplexan parasites. MBio. 2021;12.
Preiser PR, Wilson RJ, Moore PW, McCready S, Hajibagheri MA, Blight KJ, et al. Recombination associated with replication of malarial mitochondrial DNA. EMBO J. 1996;15:684–93.
Hikosaka K, Kita K, Tanabe K. Diversity of mitochondrial genome structure in the Phylum Apicomplexa. Mol Biochem Parasitol. 2013;188:26–33.
County Government of Kwale. Kwale County Integrated Development Plan (CIDP) 2018–2022. County Government of Kwale. 2018.
FAO. Africa Sustainable Livestock (ASL) 2050 Country brief: Kenya. 2017.
Githaka N, Kanduma E, Bishop R. Role of climate and other factors in determining the dynamics of tick and tick-transmitted pathogen populations and distribution in western, central, and eastern Africa. In: Nuttall P, editor. Climate, ticks and disease. CABI: UK; 2021. p. 486–91.