Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Văn hóa kết hợp của Chlorella sp. và tảo hoang dã từ nước thải nhằm tăng cường sự tích tụ sinh khối và lipid trong môi trường nước thải nhân tạo
Tóm tắt
Mục đích của công trình này là nghiên cứu quá trình nuôi cấy kết hợp giữa Chlorella sp. và tảo hoang dã từ nước thải dưới các điều kiện nuôi cấy khác nhau (bao gồm CO2, cường độ ánh sáng, thời gian nuôi cấy và tỷ lệ truyền giống) nhằm tăng cường năng suất sinh khối và lipid của tảo trong môi trường nước thải bằng phương pháp Kỹ thuật bề mặt phản hồi (RSM). Kết quả cho thấy các chủng tảo hỗn hợp giữa Chlorella sp. và tảo hoang dã từ nước thải làm gia tăng sản lượng sinh khối và lipid. Bên cạnh đó, các phát hiện chỉ ra rằng CO2, cường độ ánh sáng và thời gian nuôi cấy có ảnh hưởng đáng kể đến năng suất tảo. Hơn nữa, nồng độ CO2 và cường độ ánh sáng, cũng như nồng độ CO2 và thành phần tảo có ảnh hưởng tương tác đến năng suất sinh khối. Dưới các điều kiện nuôi cấy khác nhau, phản ứng của sinh khối tảo, số lượng tế bào và năng suất lipid dao động từ 2.5 đến 10.2 mg/mL, từ 1.1 × 106 đến 8.2 × 108 tế bào/mL, và từ 1.1 × 1012 đến 6.8 × 1012 đơn vị huỳnh quang tổng cộng/mL, tương ứng. Các điều kiện tối ưu cho sự tích tụ đồng thời sinh khối và lipid là 3.6% CO2 (v/v), 160 µmol/m2/s cường độ ánh sáng, tỷ lệ truyền giống 1.6/2.4 (nước thải-tảo/Chlorella), và thời gian nuôi cấy 8.3 ngày. Năng suất tối ưu đạt được là 9.8 (g/L) cho sinh khối khô, 8.6 E + 08 (tế bào/mL) cho số lượng tế bào, và 6.8 E + 12 (đơn vị FL tổng cộng trên mL) cho sản lượng lipid, đạt được tới bốn lần, tám lần và bảy lần năng suất cao hơn so với các điều kiện không tối ưu. Phương pháp hỗ trợ này thúc đẩy việc cải thiện văn hóa tảo hỗn hợp để sản xuất nguồn nguyên liệu sinh khối cho năng lượng sinh học và tối ưu hóa các điều kiện nuôi cấy trong môi trường nước thải phức tạp. Công trình này là một bước tiến quan trọng trong việc phát triển kỹ thuật nuôi cấy tảo quy mô lớn bền vững nhằm sản xuất nhiên liệu sinh học tiết kiệm chi phí.
Từ khóa
#Chlorella sp. #tảo hoang dã #nước thải #năng suất sinh khối #lipid #phương pháp Kỹ thuật bề mặt phản hồi (RSM)Tài liệu tham khảo
Bigogno C, Khozin-Goldberg I, Boussiba S, Vonshak A, Cohen Z (2002). Lipid and fatty acid composition of the green oleaginous alga Parietochloris incisa, the richest plant source of arachidonic acid. Phytochemistry, 60(5): 497–503
Borowitzka M A (1999). Commercial production of microalgae: Ponds, tanks, tubes and fermenters. Progress in Industrial Microbiology, 35: 313–321
Carley K M, Kamneva N Y, Reminga J (2004). Response Surface Methodology. Pittsburgh PA: Carnegie-Mellon Univ Pittsburgh Pa School of Computer Science
Chen C Y, Yeh K L, Aisyah R, Lee D J, Chang J S (2011). Cultivation, photobioreactor design and harvesting of microalgae for biodiesel production: A critical review. Bioresource Technology, 102(1): 71–81
Chen G, Zhao L, Qi Y (2015). Enhancing the productivity of microalgae cultivated in wastewater toward biofuel production: A critical review. Applied Energy, 137((1): 282–291
Chen X, Wang W, Li S, Xue J, Fan L, Sheng Z, Chen Y (2010). Optimization of ultrasound-assisted extraction of Lingzhi polysaccharides using response surface methodology and its inhibitory effect on cervical cancer cells. Carbohydrate Polymers, 80(3): 944–948
Chisti Y (2007). Biodiesel from microalgae. Biotechnology Advances, 25(3): 294–306
Clarens A F, Resurreccion E P, White M A, Colosi L M (2010). Environmental life cycle comparison of algae to other bioenergy feedstocks. Environmental Science & Technology, 44(5): 1813–1819
Cloern J, Grenz C, Vidergar-Lucas L (1996). An empirical model of the phytoplankton chlorophyll: Carbon ratio-the conversion factor between productivity and growth rate. Limnology & Oceanography, 7(43): 1313–1321
Colosi L M, Zhang Y, Clarens A F, White M A (2012). Will algae produce the green? Using published life cycle assessments as a starting point for economic evaluation of future algae-to-energy systems. Biofuels, 3(2): 129–142
Danielsen F, Beukema H, Burgess N D, Parish F, Brühl C A, Donald P F, Murdiyarso D, Phalan B, Reijnders L, Struebig M, Fitzherbert E B (2009). Biofuel plantations on forested lands: Double jeopardy for biodiversity and climate. Conservation Biology, 23(2): 348–358
De Wit C T, Van den Bergh J P (1965). Competition between herbage plants. Netherlands Journal of Agricultural Science, 13(2): 212–221
Demirbas A, Fatih Demirbas M (2011). Importance of algae oil as a source of biodiesel. Energy Conversion and Management, 52(1): 163–170
Francisco E C, Neves D B, Jacob-Lopes E, Franco T T (2010). Microalgae as feedstock for biodiesel production: carbon dioxide sequestration, lipid production and biofuel quality. Journal of Chemical Technology and Biotechnology (Oxford, Oxfordshire), 85(3): 395–403
Garcia N S, Bonachela J A, Martiny A C (2016). Interactions between growth-dependent changes in cell size, nutrient supply and cellular elemental stoichiometry of marine Synechococcus. ISME Journal, 10: 2715–2724
Georgianna D R, Mayfield S P (2012). Exploiting diversity and synthetic biology for the production of algal biofuels. Nature, 488(7411): 329–335
Gopalakrishnan K K, Detchanamoorthy S (2011). Effect of media sterilization time on penicillin G production and precursor utilization in batch fermentation. Journal of Bioprocessing & Biotechniques, 01((03): 1–4
Guideline T, Guideline O (2001). OECD Guidelines for the Testing of Chemicals. Paris: Oecd/Ocde
Hallenbeck P C, Grogger M, Mraz M, Veverka D (2015). The use of design of experiments and response surface methodology to optimize biomass and lipid production by the oleaginous marine green alga, Nannochloropsis gaditana in response to light intensity, inoculum size and CO2. Bioresource Technology, 184: 161–168
Ho S H, Chen C Y, Chang J S (2012). Effect of light intensity and nitrogen starvation on CO2 fixation and lipid/carbohydrate production of an indigenous microalga Scenedesmus obliquus CNW-N. Bioresource Technology, 113: 244–252
Huntley M E, Redalje D G (2007). CO2 mitigation and renewable oil from photosynthetic microbes: A new appraisal. Mitigation and Adaptation Strategies for Global Change, 12(4): 573–608
Illman A M, Scragg A H, Shales S W(2000). Increase in chlorella strains calorific values when grown in low nitrogen medium. Enzyme and Microbial Technology, 27(8): 631–635
Johnson K R, Admassu W (2013). Mixed algae cultures for low cost environmental compensation in cultures grown for lipid production and wastewater remediation. Journal of Chemical Technology and Biotechnology (Oxford, Oxfordshire), 88(6): 992–998
Kobayashi N, Noel E A, Barnes A, Rosenberg J, DiRusso C, Black P, Oyler G A (2013a). Rapid detection and quantification of triacylglycerol by HPLC-ELSD in Chlamydomonas reinhardtii and Chlorella strains. Lipids, 48(10): 1035–1049
Kobayashi N, Noel E A, Barnes A, Watson A, Rosenberg J N, Erickson G, Oyler G A (2013b). Characterization of three Chlorella sorokiniana strains in anaerobic digested effluent from cattle manure. Bioresource Technology, 150: 377–386
Leite G B, Abdelaziz A E, Hallenbeck P C (2013). Algal biofuels: Challenges and opportunities. Bioresource Technology, 145: 134–141
Li Y, Qin J G (2005). Comparison of growth and lipid content in three Botryococcus braunii strains. Journal of Applied Phycology, 17(6): 551–556
Liu J, Huang J, Sun Z, Zhong Y, Jiang Y, Chen F (2011). Differential lipid and fatty acid profiles of photoautotrophic and heterotrophic Chlorella zofingiensis: Assessment of algal oils for biodiesel production. Bioresource Technology, 102(1): 106–110
Liu Z Y, Wang G C, Zhou B C (2008). Effect of iron on growth and lipid accumulation in Chlorella vulgaris. Bioresource Technology, 99(11): 4717–4722
Mona A (2013). Sustainable algal biomass products by cultivation in wastewater flows. VTT Technology, 147: 1–84
Myers R, Montgomery D C (1995). Response Surface Methodology. New York: John Willey & Sons. Inc.
Morgan K C, Kalff J (1979). Effect of light and temperature interactions on growth of Cryptomonas erosa (Cryptophyceae). Journal of Phycology, 15(2): 127–134
Morris I, Glover H, Yentsch C (1974). Products of photosynthesis by marine phytoplankton: The effect of environmental factors on the relative rates of protein synthesis. Marine Biology, 27(1): 1–9
Nogueira D P K, Silva A F, Araújo O Q, Chaloub R M(2015). Impact of temperature and light intensity on triacylglycerol accumulation in marine microalgae. Biomass and Bioenergy, 72: 280–287
Park J B, Craggs R J, Shilton A N (2011). Wastewater treatment high rate algal ponds for biofuel production. Bioresource Technology, 102(1): 35–42
Rippka R, Deruelles J, Waterbury J B, Herdman M, Stanier R Y (1979). Generic assignments, strain histories and properties of pure cultures of cyanobacteria. Journal of General Microbiology, 111(1): 1–61
Roach T, Krieger-Liszkay A (2014). Regulation of photosynthetic electron transport and photoinhibition. Current Protein & Peptide Science, 15(4): 351–362
Roostaei J, Zhang Y (2017). Spatially explicit life cycle assessment: Opportunities and challenges of wastewater-based algal biofuels in the United States. Algal Research, 24: 395–402
Rumin J, Bonnefond H, Saint-Jean B, Rouxel C, Sciandra A, Bernard O, Cadoret J P, Bougaran G (2015). The use of fluorescent Nile red and BODIPY for lipid measurement in microalgae. Biotechnology for Biofuels, 8(1): 42–57
Scott S A, Davey M P, Dennis J S, Horst I, Howe C J, Lea-Smith D J, Smith A G (2010). Biodiesel from algae: Challenges and prospects. Current Opinion in Biotechnology, 21(3): 277–286
Simionato D, Basso S, Giacometti G M, Morosinotto T (2013). Optimization of light use efficiency for biofuel production in algae. Biophysical Chemistry, 182: 71–78
Singh S, Singh P (2014). Effect of CO2 concentration on algal growth: A review. Renewable & Sustainable Energy Reviews, 38: 172–179
Smith A, Morris I (1980). Pathways of carbon assimilation in phytoplankton from the Antarctic Ocean. Limnology and Oceanography, 25(5): 865–872
Sterner R W, Grover J P (1998). Algal growth in warm temperate reservoirs: Kinetic examination of nitrogen, temperature, light, and other nutrients. Water Research, 32(12): 3539–3548
Sun Z, Chen Y F, Du J (2016). Elevated CO2 improves lipid accumulation by increasing carbon metabolism in Chlorella sorokiniana. Plant Biotechnology Journal, 14(2): 557–566
Takagi M, Karseno T, Yoshida(2006). Effect of salt concentration on intracellular accumulation of lipids and triacylglyceride in marine microalgae Dunaliella cells. Journal of Bioscience and Bioengineering, 101(3): 223–226
Takagi M, Watanabe K, Yamaberi K, Yoshida T (2000). Limited feeding of potassium nitrate for intracellular lipid and triglyceride accumulation of Nannochloris sp. UTEX LB1999. Applied Microbiology and Biotechnology, 54(1): 112–117
Wahidin S, Idris A, Shaleh S R M(2013). The influence of light intensity and photoperiod on the growth and lipid content of microalgae Nannochloropsis sp. Bioresource Technology, 129: 7–11
Xiong W, Li X, Xiang J, Wu Q (2008). High-density fermentation of microalga Chlorella protothecoides in bioreactor for microbio-diesel production. Applied Microbiology and Biotechnology, 78(1): 29–36
Zheng H, Gao Z, Yin J, Tang X, Ji X, Huang H (2012). Harvesting of microalgae by flocculation with poly (g-glutamic acid). Bioresource Technology, 112: 212–220