Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Cộng Đồng Vi Sinh Vật Như Là Các Chỉ Số Môi Trường Về Sự Rối Loạn Sinh Thái Trong Đầm Lầy Canxi Được Khôi Phục - Kết Quả Của 10 Năm Nghiên Cứu
Microbial Ecology - 2017
Tóm tắt
Các tương tác giữa vi khuẩn và sinh vật nguyên sinh là rất cần thiết cho hệ sinh thái của các đầm lầy. Tuy nhiên, cho đến nay, gần như không có thông tin nào về cách thức các quy trình phục hồi ở các đầm lầy chứa carbonates ảnh hưởng đến chức năng của mạng lưới thực phẩm vi sinh. Những thay đổi trong mô hình thực vật do phục hồi có thể mất nhiều năm mới có thể quan sát được, trong khi các quá trình vi sinh vật có thể hiển thị tác động ngay cả sau khi tiếp xúc ngắn hạn với các thay đổi trong điều kiện môi trường do phục hồi. Do đó, các quá trình và mô hình vi sinh vật có thể được sử dụng như các chỉ số nhạy cảm về sự thay đổi trong điều kiện môi trường. Nghiên cứu hiện tại cố gắng xác minh giả thuyết rằng độ phong phú và đa dạng loài của các thành phần của chu trình vi sinh sẽ khác biệt đáng kể trước và sau khi phục hồi. Tác động của các quy trình phục hồi lên chức năng của mạng lưới thực phẩm đã được điều tra trong 10 năm tại một đầm lầy giàu carbonates, trước và sau khi phục hồi. Quy trình phục hồi (đặc biệt là sự cải thiện trong điều kiện thủy văn) đã thay đổi rõ rệt thành phần phân loại và chức năng của mạng lưới thực phẩm vi sinh. Điều này được thể hiện qua sự gia tăng số lượng và đa dạng của động vật nguyên sinh có vỏ, tức là những kẻ săn mồi hàng đầu, trong mạng lưới thực phẩm vi sinh và sự gia tăng đáng kể về số lượng vi khuẩn. Nghiên cứu này gợi ý việc sử dụng các thành phần chu trình vi sinh như là những chỉ số sinh học và công cụ giám sát sinh học cho tình trạng thủy văn của đầm lầy và nồng độ chất dinh dưỡng. Hiểu rõ hơn về những gì điều chỉnh quần thể vi sinh và hoạt động trong các đầm lầy, cũng như phân tích các cơ chế cơ bản này là rất quan trọng để có thể dự đoán chính xác hơn cách thức mà các đầm lầy sẽ phản ứng đối với sự biến đổi toàn cầu hoặc những tác động từ con người.
Từ khóa
#vi sinh vật #đầm lầy canxi #chỉ số sinh học #phục hồi sinh thái #mạng lưới thực phẩm vi sinhTài liệu tham khảo
Bragazza L, Freeman C, Jones T, Rydin H, Limpens J, Fenner N, Ellis T, Gerdol R, Hàjek M, Iacumin P, Kutnar L, Tahyanainen T, Toberman H (2006) Atmospheric nitrogen deposition promotes carbon loss from peat bogs. Proceed Nat Academy of Sci USA 103:19386–19389. doi:10.1073/pnas.0606629104
Robson TM, Pancotto VA, Scopel AL, Flint SD, Caldwell M (2005) Solar UV-B influences microfaunal community composition in a Tierra del Fuego peatland. Soil Biol. Biochem. 37:2205–2215. doi:10.1016/j.soilbio.2005.04.002
Andersen R, Wells C, Macrae M, Price J (2013) Nutrient mineralization and microbial functional diversity in a restored bog approach natural conditions 10 years post restoration. Soil Biol. Biochem. 64:37–47. doi:10.1016/j.soilbio.2013.04.004
Bayley S, Thormann MN, Szumigalski AR (2005) Nitrogen mineralization and decomposition in western boreal bog and fen peat. Ecoscience 12:455–465
Poulin M, Andersen R, Rochefort L (2012) A new approach for tracking vegetation change after restoration: a case study with peatlands. Restoration Ecol 3:363–371. doi:10.1111/j.1526-100X.2012.00889.x
Marcisz K, Fournier B, Gilbert D, Lamentowicz M, Mitchell EAD (2014) Response of sphagnum peatland testate amoebae to a 1 year transplantation experiment along an artificial hydrological gradient. Microb. Ecol. 67:810–818. doi:10.1007/s00248-014-0367-8
Swindles GT, Green SM, Brown L, Holden J, Raby CL, Turner TE, Smart R, Peacock M, Baird AJ (2016) Evaluating the use of dominant microbial consumers (testate amoebae) as indicators of blanket peatland restoration. Ecol. Indic. 69:318–330. doi:10.1016/j.ecolind.2016.04.038
Azam F, Fenchel T, Field JG, Gray JS, Mayer-Reil LA, Thindstad F (1983) The ecological role of water-column microbes in the sea. Marine Ecol 10:257–263
Chróst RJ, Adamczewski T, Kalinowska K, Skowrońska A (2009) Abundance and structure of microbial loop components (bacteria and protists) in lakes of different trophic status. J Microbiol Biotech. doi:10.4014/jmb.0812.651
Macek M, Simek K, Bittl T (2001) Conspicuous peak of oligotrichous ciliates following winter stratification in a bog lake. J. Plankton Res. 23:353–363
Mieczan T (2010) Vertical micro-zonation of testate amoebae and ciliates in peatland waters in relation to potential food resources and grazing pressure. Internat Rev Hydrobiol 1:86–102. doi:10.1002/iroh.200911188
Mieczan T (2007) Seasonal patterns of testate amoebae and ciliates in three peabogs: relationship to bacteria and flagellates (Poleski National Park, Eastern Poland). Ecohydrol. Hydrobiol. 1:79–88. doi:10.1016/S1642-3593(07)70191-X
Mitchell EAD, Buttler A, Grosvernier P, Hydin H, Albinsson C, Greenup AL, Heijmans MMPD, Hoosbeek MR, Saarinen T (2000) Relationships among testate amoebae (Protozoa), vegetation and water chemistry in five Sphagnum-dominated peatlands in Europe. New Phytol 145:95–106. doi:10.1046/j.1469-8137.2000.00550.x
Mitchell EAD, Gilbert D, Buttler A, Amblard C, Grosverinier P, Gobat JM (2003) Structure of microbial communities in Sphagnum peatlands and effect of atmospheric carbon dioxide enrichment. Microb. Ecol. 46:187–199. doi:10.1007/BF03036882
Nguyen-Viet H, Gilbert D, Mitchell EAD, Badot PM, Bernard N (2007) Effects of experimental lead pollution on the microbial communities associated with Sphagnum fallax (Bryophyta). Microb. Ecol. 54:232–241. doi:10.1007/s00248-006-9192-z
Gilbert D, Amblard C, Bourdier G, Francez AJ (1998a) The microbial loop at the surface of a peatland: structure, functioning and impact of nutrients inputs. Microb. Ecol. 35:89–93. doi:10.1007/s002489900062
Gilbert D, Amblard C, Bourdier G, Francez AJ (1998b) Short-term effect of nitrogen enrichment on the microbial communities of a peatland. Hydrobiologia 373(374):111–119
Wilkinson DM, Mitchell EAD (2010) Testate amoebae and nutrient cycling with particular reference to soils. Geomicrobiol J. 27:520–533. doi:10.1080/01490451003702925
Mieczan T, Bielańska-Grajner I, Tarkowska-Kukuryk M (2012) Hydrochemical and microbiological distinction and function of ombrotrophic peatland lagg as ecotone between Sphagnum peatland and forest catchment (Poleski National Park, eastern Poland). Ann de Limnol – Internat Limnol 48:323–336. doi:10.1051/limn/2012022
Payne RJ, Mitchell EAD (2007) Ecology of testate amoebae from mires in the central Rhodope Mountains, Greece and development of a transfer function for paleohydrological reconstruction. Protists 158:159–171. doi:10.1016/j.protis.2006.11.003
Jassey VE, Shimano S, Dupuy C, Toussaint ML, Gilbert D (2012) Characterizing the feeding habits on the testate amoebae Hyalosphenia papilio and Nebela tincta along narrow “fen-bog” gradient using digestive vacuole content and 13C and 15N isotopic analyses. Protist 163:451–464. doi:10.1016/j.protis.2011.07.006
Lamentowicz M, Lamentowicz Ł, van der Knaap WO, Gąbka M, Mitchell EAD (2010) Contrasting species-environment relationships in communities of testate amoebae, bryophytes and vascular plants along the fen-bog gradient. Microb. Ecol. 59:499–510. doi:10.1007/s00248-009-9617-6
Payne RJ (2011) Can testate amoeba-based paleohydrology be extended to fens? J of Quat Sci 26:15–27. doi:10.1002/jqs.1412
Golterman HL (1969) Methods for chemical analysis of freshwaters. Blackwell Scientific Publications, Oxford, Edinburgh
Porter KG, Feig YS (1980) The use of DAPI for identification and counting aquatic microflora. Limnol. Oceanogr. 25:943–984
Schumann R, Schiewer U, Karoten U, Rieling T (2003) Viability of bacteria from different aquatic habitats. II. Cellular fluorescent markers from membrane integrity and metabolic activity. Aquat. Microb. Ecol. 32:137–150. doi:10.3354/ame032137
Caron DA (1983) Technique for enumeration of heterotrophic and phototrophic nanoplankton, using epifluorescence microscopy and comparison with other procedures. Appl. Environ. Microbiol. 46:491–498
Utermöhl H (1958) Zur vervollkommung der quantative phytoplankton methodic. Mitt. Internat Verein Limnol 9:1–38
Foissner W, Berger H (1996) A user-friendly guide to the ciliates (Protozoa, Ciliophora) commonly used by hydrobiologists as bioindicators in rivers, lakes and waste waters, with notes on their ecology. Freshwat Biol 35:375–470. doi:10.1111/j.1365-2427.1996.tb01775.x
Foissner W, Berger H, Schaumburg J (1999) Identification and ecology of limnetic plankton ciliates. Informationsberichte des Bayer. Landesamtes für Wasserwirtschaft, München
Charman DJ, Hendon D, Woodland W (2000) The identification of testate amoebae (protozoa: Rhizopoda) in peats. Quatenary Research. Technical Guide 9:1–147
Clarke KJ (2003) Guide to the identification of soil protozoa – Teatate Amoebae. Freshwater Biological Association, UK
Felip M, Sattler B, Psenner R, Catalan J (1995) Highly active microbial communities in the ice and snow cover of high mountain lakes. Appl Environment Microbiol 61:2394–2401
Ter Braak CJF (1988-1992) CANOCO–FORTRAN program for canonical community ordination (vers. 2.1). Microcomputer Power, Ithaca
Scheffer M (2004) Ecology of shallow lakes. Kulwer Academic Publishers, The Netherlandes
Wetzel RG (2001) Limnology. Elsevier Academic Press, USA, Lake and river ecosystems. Third edn 1006 p
Górniak A, Jakatierynczuk-Rudczyk E, Dobrzyń P (1999) Hydrochemistry of three dystrophic lasek in northeastern Poland. Acta Hydrach Hydrobiol 27:12–18. doi:10.1002/(SICI)1521-401X(199901)27:1<12::AID-AHEH12>3.0.CO;2-X
Kruk M (2003) Biogeochemical multifunctionality of wetland ecotones in Lakeland agricultural landscape. Pol. J. Ecol. 2:247–254
Chróst RJ, Siuda W (2006) Microbial production, utylization, and enzymatic degradation of organic matter in the upper trophogenic layer in the pelagial zone of lakes along a eutrophication gradient. Limnol. Oceanogr. 5:749–762. doi:10.4319/lo.2006.51.1_part_2.0749
Del Giorgio PA, Gasol JM, Vaqu D, Mura P, Agusti S, Duarte CM (1996) Bacterioplankton community structure: protists control net production and the proportion of active bacteria in a coastal marine community. Limnol. Oceanogr. 41:1169–1179
Riemann B (1985) Potential importance of fish pre-dation and zooplankton grazing on natural populations of freshwater bacteria. Appl Environ Microb 50:187–193
Mieczan T, Adamczuk M, Pawlik-Skowrońska B, Toporowska M (2015) Eutrophication of peatbogs: consequences of P and N enrichment for microbial and metazoan communities in mesocosm experiments. Aquat. Microb. Ecol. 74:121–141. doi:10.3354/ame01727
Jassey VE, Meyer C, Dupuy C, Bernard N, Mitchell EAD, Toussaint ML, Metian M, Chatelain AP, Gilbert D (2013a) To what extent do food preferences explain the trophic position of heterotrophic and mixotrophic microbial consumers in Sphagnum peatland? Microb. Ecol. 66:571–580. doi:10.1007/s00248-013-0262-8
Mazei Yu A, Tsyganov AN, Bubnova OA (2007) Structure of community of testate amoebae in a sphagnum dominated bog in upper sura flow (Middle Volga Territory). Ecology 4:462–474. doi:10.1134/S1062359007040115
Ju L, Yang J, Lui L, Wilkinson DM (2014) Diversity and distribution of freshwater testate amoebae (Protozoa) among latitudinal and trophic gradients in China. Microb. Ecol. 4:657–670. doi:10.1007/s00248-014-0442-1
Smith HG, Bobrov A, Lara E (2008) Diversity and biogeography of testate amoebae. Biodivers. Conserv. 17:329–343. doi:10.1007/s10531-007-9260-9
Nicolau A, Martins MJ, Mota M, Lima N (2005) Effect of copper in the protistan community of activated sludge. Chemosphere 58:605–614. doi:10.1016/j.chemosphere.2004.08.096
Gilbert D, Mitchell EAD (2006) Microbial diversity in Sphagnum peatlands. In: Martini IP, Martinez Cortizas A, Chesworth W (eds) Peatlands: evolution and records of environmental and climate changes. Elsevier, Amsterdam, pp. 287–318
Meisterfeld R (1977) Horizontal and vertical distribution of Testacea (Rhizopoda-Testacea) in Sphagnum. Arch. Hydrobiol. 79:319–356
Meisterfeld R (2001) Order Arcellinida, Kent 1880. In: Lee JJ, Leedale GF, Bradbury P (eds) The illustrated guide to the Protozoa. Allen Press, Lawrence, pp. 827–860
Buosi PRB, Pauleto GM, Lansac-Toha FA, Velho LFM (2011) Ciliate community associated with aquatic macrophyte roots: effects of nutrient enrichment on the community composition and species richness. Eur. J. Protistol. 47:86–102. doi:10.1016/j.ejop.2011.02.001
Hann BJ (1995) Invertebrate associations with submersed aquatic plants in a prairie wetland. UFS (Delta Marsh) Annual Report 30:78–84. doi 10.1016/j.limno.2006.12.001
Warfe DM, Barmuta LA (2006) Habitat structural complexity mediates food web dynamics in a freshwater macrophyte community. Oecologia 150:141–154. doi:10.1007/s00442-006-0505-1
Walsh EJ (1995) Habitat-specific predation susceptibilities of a littoral rotifer to two invertebrate predators. Hydrobiologia 313(314):205–211. doi:10.1007/BF00025952
Kuczyńska-Kippen N (2005) On body size and habitat selection in rotifers in a macrophyte-dominated lake Budzyńskie, Poland. Aquat. Ecol. 39:477–454. doi:10.1007/s10452-005-9003-5
Sirová D, Borovec J, Černá B, Rejmánková E, Adamec L (2009) Microbial community development in the traps of aquatic Utricularia species. Aquat Botany 90:129–136. doi:10.1016/j.aquabot.2008.07.007
Mieczan T (2009) Ciliates in Sphagnum peatlands: vertical micro-distribution, and relationships of species assemblages with environmental parameters. Zool. Stud. 48:33–48
Kankaala P, Arvola L, Tulonen T, Ojala A (1996) Carbon budget for the pelagic food web of the euphotic zone in a boreal lake (Lake Pääjärvi). Canadian J Fish Aquat Sci 53:1663–1674
Amblard C, Carrias J, Bourdier F, Maurin N (1995) The microbial loop in a humic lake: seasonal and vertical variations in the structure of different communities. Hydrobiologia 300(301):71–84. doi:10.1007/BF00024449
Hansen B, Christoffersen K (1995) Specyfic growth rates of heterotrophic plankton organisms in a eutrophic lake during a spring bloom. J. Plankton Res. 17:413–430
Auer B, Arndt H (2001) Taxonomic composition and biomass of heterotrophic flagellates in relation to lake trophy and season. Freshwat Biol 46:959–972. doi:10.1046/j.1365-2427.2001.00730.x