Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Metallothionein 1 điều chỉnh tiêu cực việc tiết insulin kích thích bởi glucose và có sự biểu hiện khác nhau trong các điều kiện bù đắp và thất bại của tế bào beta ở chuột và con người
Tóm tắt
Các cơ chế chịu trách nhiệm cho sự bù trừ của tế bào beta trong béo phì và sự thất bại của tế bào beta trong bệnh tiểu đường loại 2 chưa được làm rõ. Mức độ mRNA của một số gen metallothionein (MT) được tăng cường trong đảo tụy của những cá nhân mắc bệnh tiểu đường loại 2, nhưng vai trò của chúng trong tế bào beta thì chưa rõ ràng. Ở đây, chúng tôi đã kiểm tra: (1) sự thay đổi theo thời gian của sự biểu hiện gen Mt1 và Mt2 trong các mô hình chuột về bù trừ và thất bại của tế bào beta; và (2) vai trò của Mt1 và Mt2 trong chức năng tế bào beta và cân bằng glucose ở chuột. Sự biểu hiện của Mt1 và Mt2 được đánh giá trong các đảo tụy từ: (1) chuột điều khiển gầy (ăn chế độ ăn thường) và chuột béo phì do chế độ ăn (ăn chế độ ăn nhiều chất béo trong 6 tuần); (2) các mô hình chuột của bệnh tiểu đường (chuột db/db) ở 6 tuần tuổi (tiền tiểu đường) và 16 tuần tuổi (sau khi khởi phát bệnh tiểu đường) và chuột db/+ (điều khiển) cùng độ tuổi; và (3) chuột béo phì không tiểu đường ob/ob (16 tuần tuổi) và chuột ob/+ (điều khiển) cùng độ tuổi. Sự biểu hiện MT1E, MT1X và MT2A được đánh giá trong các đảo tụy từ người có và không có bệnh tiểu đường loại 2. Chuột knock-out kép Mt1-Mt2, chuột chuyển gen biểu hiện quá mức Mt1 dưới sự kiểm soát của promoter tự nhiên của nó (Tg-Mt1) và chuột điều khiển tương ứng cũng được nghiên cứu. Trong các tế bào MIN6, MT1 và MT2 bị ức chế bằng các RNA can thiệp nhỏ. Mức độ mRNA được đánh giá bằng RT-PCR thời gian thực, insulin huyết thanh và mức MT trong đảo tụy bằng ELISA, dung nạp glucose bằng các xét nghiệm dung nạp glucose qua đường phúc mạc và xét nghiệm nhịn đói qua đêm rồi cho ăn lại sau 1 giờ, dung nạp insulin bằng các xét nghiệm dung nạp insulin qua đường phúc mạc, sự tiết insulin bằng RIA, nồng độ Ca2+ tự do trong bào tương bằng Fura-2 chống rò rỉ (Fura-2 LR), nồng độ Zn2+ tự do trong bào tương bằng Fluozin-3, và NAD(P)H bằng huỳnh quang tự phát. Mức độ mRNA Mt1 và Mt2 giảm trong các đảo tụy của các mô hình chuột bù trừ tế bào beta, trong khi đó chúng tăng lên ở chuột db/db mắc tiểu đường. Ở người, mức độ mRNA MT1X được tăng cường đáng kể trong đảo tụy của những cá nhân mắc bệnh tiểu đường loại 2 so với những người hiến tặng không tiểu đường, trong khi mức độ mRNA MT1E và MT2A không thay đổi. Ex vivo, mức độ mRNA Mt1 và Mt2 và mức protein MT1 và MT2 của đảo tụy giảm xuống sau khi nuôi cấy với glucose ở 10–30 mmol/l so với 2–5 mmol/l, liên quan đến việc tăng tiết insulin. Trong các đảo tụy của người, mức độ mRNA của MT1E, MT1X và MT2A bị giảm xuống khi kích thích bằng các mức glucose sinh lý và siêu sinh lý. So với chuột kiểu hoang dã (WT), chuột knock-out kép Mt1-Mt2 cho thấy cải thiện dung nạp glucose liên quan đến việc tăng mức insulin và tăng cường tiết insulin từ các đảo tụy biệt lập. Ngược lại, các đảo tụy biệt lập từ chuột Tg-Mt1 cho thấy sự tiết insulin kích thích bởi glucose (GSIS) bị suy giảm. Trong cả hai mô hình Mt1-Mt2 knock-out kép và Tg-Mt1, những thay đổi trong GSIS xảy ra bất chấp hàm lượng insulin trong đảo tụy tương tự, tăng nồng độ Ca2+ tự do trong bào tương và mức NAD(P)H hoặc nồng độ Zn2+ nội bào so với chuột WT. Trong các tế bào MIN6, việc đánh gục MT1 nhưng không phải MT2 đã tăng cường GSIS, cho thấy rằng Mt1 thay vì Mt2 ảnh hưởng đến chức năng tế bào beta. Những phát hiện này gợi ý Mt1 là một người điều chỉnh tiêu cực việc tiết insulin. Sự giảm biểu hiện của Mt1 có liên quan đến sự bù trừ tế bào beta trong béo phì, trong khi sự gia tăng Mt1 đi kèm với sự thất bại tế bào beta và bệnh tiểu đường loại 2.
Từ khóa
#tế bào beta #bệnh tiểu đường loại 2 #metallothionein #insulin #glucoseTài liệu tham khảo
Weyer C, Bogardus C, Mott DM, Pratley RE (1999) The natural history of insulin secretory dysfunction and insulin resistance in the pathogenesis of type 2 diabetes mellitus. J Clin Invest 104(6):787–794. https://doi.org/10.1172/JCI7231
Pratley RE, Weyer C (2002) Progression from IGT to type 2 diabetes mellitus: the central role of impaired early insulin secretion. Curr Diab Rep 2(3):242–248. https://doi.org/10.1007/s11892-002-0090-6
Kahn SE (2003) The relative contributions of insulin resistance and beta-cell dysfunction to the pathophysiology of type 2 diabetes. Diabetologia 46(1):3–19. https://doi.org/10.1007/s00125-002-1009-0
Bensellam M, Laybutt DR, Jonas JC (2012) The molecular mechanisms of pancreatic beta-cell glucotoxicity: recent findings and future research directions. Mol Cell Endocrinol 364(1-2):1–27. https://doi.org/10.1016/j.mce.2012.08.003
Bensellam M, Jonas JC, Laybutt DR (2018) Mechanisms of beta-cell dedifferentiation in diabetes: recent findings and future research directions. J Endocrinol 236(2):R109–R143. https://doi.org/10.1530/JOE-17-0516
Zalewska M, Trefon J, Milnerowicz H (2014) The role of metallothionein interactions with other proteins. Proteomics 14(11):1343–1356. https://doi.org/10.1002/pmic.201300496
Kimura T, Kambe T (2016) The functions of metallothionein and ZIP and ZnT transporters: an overview and perspective. Int J Mol Sci 17(3):336. https://doi.org/10.3390/ijms17030336
Giacconi R, Bonfigli AR, Testa R et al (2008) +647 A/C and +1245 MT1A polymorphisms in the susceptibility of diabetes mellitus and cardiovascular complications. Mol Genet Metab 94(1):98–104. https://doi.org/10.1016/j.ymgme.2007.12.006
Yang L, Li H, Yu T et al (2008) Polymorphisms in metallothionein-1 and -2 genes associated with the risk of type 2 diabetes mellitus and its complications. Am J Physiol Endocrinol Metab 294(5):E987–E992. https://doi.org/10.1152/ajpendo.90234.2008
Raudenska M, Gumulec J, Podlaha O et al (2014) Metallothionein polymorphisms in pathological processes. Metallomics 6(1):55–68. https://doi.org/10.1039/C3MT00132F
Marselli L, Thorne J, Dahiya S et al (2010) Gene expression profiles of Beta-cell enriched tissue obtained by laser capture microdissection from subjects with type 2 diabetes. PLoS One 5(7):e11499. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0011499
O’Connell PJ, Holmes-Walker DJ, Goodman D et al (2013) Multicenter Australian trial of islet transplantation: improving accessibility and outcomes. Am J Transplant 13(7):1850–1858. https://doi.org/10.1111/ajt.12250
Bensellam M, Montgomery MK, Luzuriaga J, Chan JY, Laybutt DR (2015) Inhibitor of differentiation proteins protect against oxidative stress by regulating the antioxidant-mitochondrial response in mouse beta cells. Diabetologia 58(4):758–770. https://doi.org/10.1007/s00125-015-3503-1
Shi YC, Loh K, Bensellam M et al (2015) Pancreatic PYY is critical in the control of insulin secretion and glucose homeostasis in female mice. Endocrinology 156(9):3122–3136. https://doi.org/10.1210/en.2015-1168
Miyazaki J, Araki K, Yamato E et al (1990) Establishment of a pancreatic beta cell line that retains glucose-inducible insulin secretion: special reference to expression of glucose transporter isoforms. Endocrinology 127(1):126–132. https://doi.org/10.1210/endo-127-1-126
Bensellam M, Van Lommel L, Overbergh L, Schuit FC, Jonas JC (2009) Cluster analysis of rat pancreatic islet gene mRNA levels after culture in low-, intermediate- and high-glucose concentrations. Diabetologia 52(3):463–476. https://doi.org/10.1007/s00125-008-1245-z
Chan JY, Luzuriaga J, Bensellam M, Biden TJ, Laybutt DR (2013) Failure of the adaptive unfolded protein response in islets of obese mice is linked with abnormalities in beta-cell gene expression and progression to diabetes. Diabetes 62(5):1557–1568. https://doi.org/10.2337/db12-0701
Chan JY, Luzuriaga J, Maxwell EL, West PK, Bensellam M, Laybutt DR (2015) The balance between adaptive and apoptotic unfolded protein responses regulates beta-cell death under ER stress conditions through XBP1, CHOP and JNK. Mol Cell Endocrinol 413:189–201. https://doi.org/10.1016/j.mce.2015.06.025
Andersson A (1978) Isolated mouse pancreatic islets in culture: effects of serum and different culture media on the insulin production of the islets. Diabetologia 14(6):397–404. https://doi.org/10.1007/BF01228134
Ling Z, Pipeleers DG (1994) Preservation of glucose-responsive islet beta-cells during serum-free culture. Endocrinology 134(6):2614–2621. https://doi.org/10.1210/endo.134.6.7515006
Eizirik DL, Korbutt GS, Hellerstrom C (1992) Prolonged exposure of human pancreatic islets to high glucose concentrations in vitro impairs the beta-cell function. J Clin Invest 90(4):1263–1268. https://doi.org/10.1172/JCI115989
Ling Z, Pipeleers DG (1996) Prolonged exposure of human beta cells to elevated glucose levels results in sustained cellular activation leading to a loss of glucose regulation. J Clin Invest 98(12):2805–2812. https://doi.org/10.1172/JCI119108
Masters BA, Kelly EJ, Quaife CJ, Brinster RL, Palmiter RD (1994) Targeted disruption of metallothionein I and II genes increases sensitivity to cadmium. Proc Natl Acad Sci U S A 91(2):584–588. https://doi.org/10.1073/pnas.91.2.584
Palmiter RD, Sandgren EP, Koeller DM, Brinster RL (1993) Distal regulatory elements from the mouse metallothionein locus stimulate gene expression in transgenic mice. Mol Cell Biol 13(9):5266–5275. https://doi.org/10.1128/MCB.13.9.5266
Iszard MB, Liu J, Liu Y et al (1995) Characterization of metallothionein-I-transgenic mice. Toxicol Appl Pharmacol 133(2):305–312. https://doi.org/10.1006/taap.1995.1155
Chen H, Carlson EC, Pellet L, Moritz JT, Epstein PN (2001) Overexpression of metallothionein in pancreatic beta-cells reduces streptozotocin-induced DNA damage and diabetes. Diabetes 50(9):2040–2046. https://doi.org/10.2337/diabetes.50.9.2040
Li X, Chen H, Epstein PN (2004) Metallothionein protects islets from hypoxia and extends islet graft survival by scavenging most kinds of reactive oxygen species. J Biol Chem 279(1):765–771. https://doi.org/10.1074/jbc.M307907200
Li X, Chen H, Epstein PN (2006) Metallothionein and catalase sensitize to diabetes in nonobese diabetic mice: reactive oxygen species may have a protective role in pancreatic beta-cells. Diabetes 55(6):1592–1604. https://doi.org/10.2337/db05-1357
Roat R, Rao V, Doliba NM et al (2014) Alterations of pancreatic islet structure, metabolism and gene expression in diet-induced obese C57BL/6J mice. PLoS One 9(2):e86815. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0086815
Hatanaka M, Anderson-Baucum E, Lakhter A et al (2017) Chronic high fat feeding restricts islet mRNA translation initiation independently of ER stress via DNA damage and p53 activation. Sci Rep 7(1):3758. https://doi.org/10.1038/s41598-017-03869-5
Bellomo EA, Meur G, Rutter GA (2011) Glucose regulates free cytosolic Zn(2)(+) concentration, Slc39 (ZiP), and metallothionein gene expression in primary pancreatic islet beta-cells. J Biol Chem 286(29):25778–25789. https://doi.org/10.1074/jbc.M111.246082
Duprez J, Roma LP, Close AF, Jonas JC (2012) Protective antioxidant and antiapoptotic effects of ZnCl2 in rat pancreatic islets cultured in low and high glucose concentrations. PLoS One 7(10):e46831. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0046831
Modi HCH, Skovsø S, Hu X, et al (2018) Imaging Ins2 gene activity and single-cell RNA sequencing reveal heterogeneous beta cell states. In: Diabetologia (ed) 54th EASD Annual Meeting of the European Association for the Study of Diabetes. Springer Berlin Heidelberg, Berlin, Germany, p 17
Laychock SG, Duzen J, Simpkins CO (2000) Metallothionein induction in islets of Langerhans and insulinoma cells. Mol Cell Endocrinol 165(1-2):179–187. https://doi.org/10.1016/S0303-7207(00)00247-1
Artells E, Palacios O, Capdevila M, Atrian S (2013) Mammalian MT1 and MT2 metallothioneins differ in their metal binding abilities. Metallomics 5(10):1397–1410. https://doi.org/10.1039/c3mt00123g
Knipp M, Meloni G, Roschitzki B, Vasak M (2005) Zn7metallothionein-3 and the synaptic vesicle cycle: interaction of metallothionein-3 with the small GTPase Rab3A. Biochemistry 44(9):3159–3165. https://doi.org/10.1021/bi047636d
Jonas JC, Bensellam M, Duprez J, Elouil H, Guiot Y, Pascal SM (2009) Glucose regulation of islet stress responses and beta-cell failure in type 2 diabetes. Diabetes Obes Metab 11(Suppl 4):65–81. https://doi.org/10.1111/j.1463-1326.2009.01112.x
Gerber PA, Bellomo EA, Hodson DJ et al (2014) Hypoxia lowers SLC30A8/ZnT8 expression and free cytosolic Zn2+ in pancreatic beta cells. Diabetologia 57(8):1635–1644. https://doi.org/10.1007/s00125-014-3266-0
Bensellam M, Duvillie B, Rybachuk G et al (2012) Glucose-induced O(2) consumption activates hypoxia inducible factors 1 and 2 in rat insulin-secreting pancreatic beta-cells. PLoS One 7(1):e29807. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0029807
Bensellam M, Maxwell EL, Chan JY et al (2016) Hypoxia reduces ER-to-Golgi protein trafficking and increases cell death by inhibiting the adaptive unfolded protein response in mouse beta cells. Diabetologia 59(7):1492–1502. https://doi.org/10.1007/s00125-016-3947-y
Chen S, Han J, Liu Y (2015) Dual opposing roles of metallothionein overexpression in C57BL/6J mouse pancreatic beta-cells. PLoS One 10(9):e0137583. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0137583