Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Phân tích chuyển hóa cho thấy tỷ lệ chất cho và nhận electron kiểm soát các con đường chuyển electron kỵ khí trong Shewanella oneidensis
Tóm tắt
Nghiên cứu này đã điều tra tác động sinh lý của việc thay đổi tỷ lệ chất cho – chất nhận electron đối với các con đường chuyển electron trong vi khuẩn bề mặt linh hoạt về chuyển hóa Shewanella oneidensis, sử dụng văn hóa lô và chemostat, với phẩm nhuộm azo (ramazol đen B) là chất nhận electron mô hình. Việc thay đổi tốc độ tăng trưởng đã dẫn đến thay đổi sản lượng sinh khối, nhưng không thay đổi các thông số sinh lý chính khác bao gồm tổng lượng cytochrome trong tế bào, sản xuất flavin chuyển đổi ngoài tế bào hoặc khả năng của sinh vật để giảm phẩm nhuộm azo. Sự gia tăng mạnh mẽ khả năng giảm phẩm nhuộm đã được ghi nhận khi tế bào được nuôi dưới điều kiện hạn chế chất nhận electron (fumarate), mặc dù sản lượng của các môi giới chuyển đổi ngoài tế bào (flavin) tương tự dưới điều kiện hạn chế chất cho (lactate) hoặc chất nhận. Phổ FT-IR đã xác nhận các thay đổi trong dấu vân tay chuyển hóa của tế bào được nuôi dưới các điều kiện đối lập này, trong khi phân tích quang phổ hỗ trợ vai trò quan trọng của cytochrome loại c, được biểu hiện ở nồng độ tối đa dưới điều kiện hạn chế chất nhận electron. Cuối cùng, các chất chuyển hóa nội bào chính đã được định lượng trong các thí nghiệm lô ở các tỷ lệ chất cho và nhận electron khác nhau và được phân tích bằng phân tích phân biệt và mạng nơ-ron Bayes để xây dựng mô hình con đường chuyển hóa trung tâm cho các tế bào được nuôi trong điều kiện hạn chế chất cho hoặc nhận. Những kết quả này đã xác định các cơ chế chính liên quan đến việc kiểm soát chuyển electron trong các loài Shewanella, và đã nêu bật các chiến lược để tối đa hóa hoạt động khử cho một loạt các quy trình sinh học.
Từ khóa
#electron donor #electron acceptor #Shewanella oneidensis #anaerobic electron transfer #metabolic pathwaysTài liệu tham khảo
Alm, E. J., Huang, K. H., Price, M. N., Koche, R. P., Keller, K., Dubchak, I. L., et al. (2005). The microbes online web site for comparative genomics. Genome Research, 15, 1015–1022.
Begley, P., Francis-McIntyre, S., Dunn, W. B., Broadhurst, D. I., Halsall, A., Tseng, A., et al. (2009). Development and performance of a gas chromatography time-of-flight mass spectrometry analysis for large-scale nontargeted metabolomic studies of human serum. Analytical Chemistry, 81, 7038–7046.
Beliaev, A. S., Klingeman, D. M., Klappenbach, J. A., Wu, L., Romine, M. F., Tiedje, J. M., et al. (2005). Global transcriptome analysis of Shewanella oneidensis MR-1 exposed to different terminal electron acceptors. Journal of Bacteriology, 187, 7138–7145.
Berry, E. A., & Trumpower, B. L. (1987). Simultaneous determination of hemes a, b, and c from pyridine hemochrome spectra. Analytical Biochemistry, 161, 1–15.
Brown, M., Dunn, W. B., Dobson, P., Patel, Y., Winder, C. L., Francis-McIntyre, S., et al. (2009). Mass spectrometry tools and metabolite-specific databases for molecular identification in metabolomics. Analyst, 134, 1322–1332.
Brown, M., Dunn, W. B., Ellis, D. I., Goodacre, R., Handl, J., Knowles, J. D., et al. (2005). A metabolome pipeline: from concept to data to knowledge. Metabolomics, 1, 39–51.
Clarke, T. A., Edwards, M. J., Gates, A. J., Hall, A., White, G. F., Bradley, J., et al. (2011). Structure of a bacterial cell surface decaheme electron conduit. Proceedings of the National Academy of Sciences, 108, 9384–9389.
Coates, J. D., & Achenbach, L. A. (2002). The Biogeochemistry of Aquifer Systems: Manual of Environmental Microbiology. Washington, DC: ASM Press.
Cooper, G. F., & Herskovits, E. (1992). A Bayesian method for the induction of probabilistic networks from data. Machine Learning, 9, 309–347.
Cornish-Bowden, A., & Luz Cardenas, M. (2000). From genome to cellular phenotype: A role for metabolic flux analysis. Nature Biotechnology, 18, 267–268.
Correa, E., & Goodacre, R. (2011). A genetic algorithm-Bayesian network approach for the analysis of metabolomics and spectroscopic data: Application to the rapid identification of Bacillus spores and classification of Bacillus species. BMC Bioinformatics, 12, 33.
Coursolle, D., & Gralnick, J. A. (2010). Modularity of the Mtr respiratory pathway of Shewanella oneidensis strain MR-1. Molecular Microbiology, 77, 995–1008.
Dunn, W. B., Broadhurst, D. I., Atherton, H. J., Goodacre, R., & Griffin, J. L. (2011a). Systems level studies of mammalian metabolomes: The roles of mass spectrometry and nuclear magnetic resonance spectroscopy. Chemical Society Reviews, 40, 387–426.
Dunn, W. B., Broadhurst, D., Begley, P., Zelena, E., Francis-McIntyre, S., Anderson, N., et al. (2011b). Procedures for large-scale metabolic profiling of serum and plasma using gas chromatography and liquid chromatography coupled to mass spectrometry. Nature Protocols, 6, 1060–1083.
Goodacre, R., Broadhurst, D., Smilde, A., Kristal, B., Baker, J., Beger, R., et al. (2007). Proposed minimum reporting standards for data analysis in metabolomics. Metabolomics, 3, 231–241.
Goodacre, R., Vaidyanathan, S., Dunn, W. B., Harrigan, G. G., & Kell, D. B. (2004). Metabolomics by numbers: Acquiring and understanding global metabolite data. Trends in Biotechnology, 22, 245–252.
Gorby, Y. A., Yanina, S., McLean, J. S., Rosso, K. M., Moyles, D., Dohnalkova, A., et al. (2006). Electrically conductive bacterial nanowires produced by Shewanella oneidensis strain MR-1 and other microorganisms. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 103, 11358–11363.
Heidelberg, J., Paulsen, I. T., Nelson, K. E., Gaidos, E. J., Nelson, W. C., Read, T. D., et al. (2002). Genome sequence of the dissimilatory metal ion-reducing bacterium Shewanella oneidensis. Nature Biotechnology, 20, 1118–1123.
Hernandez, M. E., & Newman, D. K. (2001). Extracellular electron transfer. Cellular and Molecular Life Sciences, 58, 1562–1571.
Hong, Y. G., Chen, X. J., Guo, J., Xu, Z. C., Xu, M. Y., & Sun, G. P. (2007). Effects of electron donors and acceptors on anaerobic reduction of azo dyes by Shewanella decolorationis S12. Applied Microbiology and Biotechnology, 74, 230–238.
Johnson, R. A., & Wichern, D. W. (2007). Applied multivariate statistical analysis (6th ed.). Pearson: Prentice Hall. ISBN: 0-13-187715-1.
Kopka, J., Schauer, N., Krueger, S., Birkemeyer, C., Usadel, B. R., Bergmaller, E., et al. (2005). [email protected]: The Golm Metabolome Database. Bioinformatics, 21, 1635–1638.
Kudlich, M., Keck, A., Klein, J., & Stolz, A. (1997). Localization of the Enzyme System Involved in Anaerobic Reduction of Azo Dyes by Sphingomonas sp. Strain BN6 and Effect of Artificial Redox Mediators on the Rate of Azo Dye Reduction. Applied and Environment Microbiology, 63, 3691–3694.
Lovley, D. R., Coates, J. D., Blunt-Harris, E. L., Philips, E. J. P., & Woodward, J. C. (1996). Humic substances as electron for microbial respiration. Nature, 382, 445–448.
MacKenzie, D. A., Defernez, M., Dunn, W. B., Brown, M., Fuller, L. J., de Herrera, S. R. M. S., et al. (2008). Relatedness of medically important strains of Saccharomyces cerevisiae as revealed by phylogenetics and metabolomics. Yeast, 25, 501–512.
Marsili, E., Baron, D. B., Shikhare, I. D., Coursolle, D., Gralnick, J. A., & Bond, D. R. (2008). Shewanella secretes flavins that mediate extracellular electron transfer. Proceedings of the National Academy of Sciences, 105, 3968–3973.
Martens, H., & Stark, E. (1991). Extended multiplicative signal correction and spectral interference subtraction-new preprocessing methods for near infrared spectroscopy. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 9, 625–635.
Myers, C. R., & Myers, J. M. (1992). Localization of cytochromes to the outer membrane of anaerobically grown Shewanella putrefaciens MR-1. Journal of Bacteriology, 174, 3429–3438.
Myers, C. R., & Myers, J. M. (1993). Ferric reductase is associated with the membranes of anaerobically grown Shewanella putrefaciens MR-1. FEMS Microbiology Letters, 108, 15–21.
Myers, C. R., & Myers, J. M. (1997a). Isolation and characterization of a transposon mutant of Shewanella putrefaciens MR-1 deficient in fumarate reductase. Letters in Applied Microbiology, 25, 162–168.
Myers, C. R., & Myers, J. M. (1997b). Cloning and sequence of cymA, a gene encoding a tetraheme cytochrome c required for reduction of iron(III), fumarate and nitrate by Shewanella putrefaciens MR-1. Journal of Bacteriology, 179, 1143–1152.
Myers, J. M., & Myers, C. R. (2000). Role of tetraheme cytochrome CymA in anaerobic electron transport in cells of Shewanella putrefaciens MR-1 with normal levels of menaquinone. Journal of Bacteriology, 182, 67–75.
Myers, C. R., & Myers, J. M. (2004). Shewanella oneidensis MR-1 restores menaquinone synthesis to a menaquinone-negative mutant. Applied and Environmental Microbiology, 70, 5415–5425.
Myers, C. R., & Nealson, K. H. (1990). Respiration-linked proton translocation coupled to anaerobic reduction of manganese(IV) and iron(III) in Shewanella putrefaciens MR-1. Journal of Bacteriology, 172, 6232–6238.
Newman, D. K., & Kolter, R. (2000). A role for excreted quinones in extracellular electron transfer. Nature, 405, 94–97.
O’Hagan, S., Dunn, W. B., Brown, M., Knowles, J. D., & Kell, D. B. (2004). Closed-loop, multiobjective optimization of analytical instrumentation:gas chromatography/time-of-flight mass spectrometry of the metabolomes of human serum and of yeast fermentations. Analytical Chemistry, 77, 290–303.
Pearce, C. I., Christie, R., Boothman, C., von Canstein, H., Guthrie, J. T., & Lloyd, J. R. (2006). Reactive azo dye reduction by Shewanella strain J18 143. Biotechnology and Bioengineering, 95, 692–703.
Pearl, J. (1988). Probabilistic reasoning in intelligent systems: Networks of plausible inference. San Mateo, CA: Morgan Kaufmann.
Pearl, J. (2000). Causality: Models, reasoning and inference. Cambridge, UK: Cambridge University Press.
Rau, J., Knackmuss, H.-J., & Stolz, A. (2002). Effects of different quinoid redox mediators on the anaerobic reduction of azo dyes by bacteria. Environmental Science and Technology, 36, 1497–1504.
Reguera, G., McCarthy, K. D., Mehta, T., Nicoll, J. S., Tuominen, M. T., & Lovley, D. R. (2005). Extracellular electron transfer via microbial nanowires. Nature, 435, 1098–1101.
Robinson, T., McMullan, G., Marchant, R., & Nigam, P. (2001). Remediation of dyes in textile effluent: A critical review on current treatment technologies with a proposed alternative. Bioresource Technology, 77, 247–255.
Russ, R., Rau, J., & Stolz, A. (2000). The function of cytoplasmic flavin reductases in the reduction of azo dyes by bacteria. Applied and Environmental Microbiology, 66, 1429–1434.
Schuetz, R., Kuepfer, L., & Sauer, U. (2007). Systematic evaluation of objective functions for predicting intracellular fluxes in Escherichia coli. Molecular Systems Biology, 3, 119.
Serres, M. H., & Riley, M. (2006). Genomic analysis of carbon source metabolism of Shewanella oneidensis MR-1: Predictions versus experiments. Journal of Bacteriology, 188, 4601–4609.
Sumner, L., Amberg, A., Barrett, D., Beale, M., Beger, R., Daykin, C., et al. (2007). Proposed minimum reporting standards for chemical analysis. Metabolomics, 3, 211–221.
Tang, Y. J., Chakraborty, R., Martin, H. G., Chu, J., Hazen, T. C., & Keasling, J. D. (2007a). Flux analysis of central metabolic pathways in geobacter metallireducens during reduction of soluble Fe(III)-nitrilotriacetic acid. Applied and Environmental Microbiology, 73, 3859–3864.
Tang, Y. J., Hwang, J. S., Wemmer, D. E., & Keasling, J. D. (2007b). Shewanella oneidensis MR-1 fluxome under various oxygen conditions. Applied and Environmental Microbiology, 73, 718–729.
Tang, Y. J., Meadows, A. L., Kirby, J., & Keasling, J. D. (2007c). Anaerobic central metabolic pathways in Shewanella oneidensis MR-1 reinterpreted in the light of isotopic metabolite labeling. Journal of Bacteriology, 189, 894–901.
Taylor, P., Pealing, S. L., Reid, G. A., Chapman, S. K., & Walkinshaw, M. D. (1999). Structural and mechanistic mapping of a unique fumarate reductase. Nature Structural Biology, 6, 1108–1112.
von Canstein, H., Ogawa, J., Shimizu, S., & Lloyd, J. R. (2008). Secretion of flavins by Shewanella species and their role in extracellular electron transfer. Applied and Environmental Microbiology, 74, 615–623.
Wang, H., Hollywood, K., Jarvis, R. M., Lloyd, J. R., & Goodacre, R. (2010a). Phenotypic characterization of Shewanella oneidensis MR-1 under aerobic and anaerobic growth conditions by using Fourier Transform Infrared Spectroscopy and High-Performance Liquid Chromatography analyses. Applied and Environmental Microbiology, 76, 6266–6276.
Wang, H., Law, N., Pearson, G., van Dongen, B. E., Jarvis, R. M., Goodacre, R., et al. (2010b). Impact of silver(I) on the metabolism of Shewanella oneidensis. Journal of Bacteriology, 192, 1143–1150.
Winder, C. L., Dunn, W. B., & Goodacre, R. (2011). TARDIS-based microbial metabolomics: Time and relative differences in systems. Trends in Microbiology, 19, 315–322.
Winder, C. L., Dunn, W. B., Schuler, S., Broadhurst, D., Jarvis, R., Stephens, G. M., et al. (2008). Global metabolic profiling of Escherichia coli cultures: An evaluation of methods for quenching and extraction of intracellular metabolites. Analytical Chemistry, 80, 2939–2948.