Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Độ cạnh tranh giao phối của đực giống cấy ghép sinh học (GAMA) trong điều kiện phòng thí nghiệm và bán tự nhiên: Các bước tiến trong việc áp dụng Kỹ thuật Côn trùng Đặt tính Bất hoạt để kiểm soát véc tơ sốt rét chính Anopheles arabiensis ở Nam Phi
Tóm tắt
Anopheles arabiensis Patton chủ yếu chịu trách nhiệm về sự lây nhiễm sốt rét ở Nam Phi sau khi các loài véc tơ chính khác đã được kiểm soát thành công bằng việc phun thuốc trừ sâu tồn lưu trong nhà. Kiểm soát An. arabiensis bằng các phương pháp thuốc trừ sâu hiện tại đang gặp khó khăn do sự phát triển của khả năng kháng thuốc và hành vi cho ăn cũng như nghỉ ngơi khác nhau. Việc sử dụng kỹ thuật côn trùng bất hoạt như một hệ thống quản lý dịch hại tích hợp toàn diện để bổ sung cho kiểm soát An. arabiensis đã được đề xuất cho Nam Phi và hiện đang được điều tra. Thành công của kỹ thuật này phụ thuộc vào khả năng cạnh tranh của côn trùng đực cấy ghép sinh học nuôi trong phòng thí nghiệm với côn trùng đực hoang dã để tìm bạn tình. Như một phần của nghiên cứu và phát triển kỹ thuật SIT nhằm chống lại An. arabiensis ở Nam Phi, độ nhạy với bức xạ và khả năng cạnh tranh giao phối của một dòng phân loại giới tính An. arabiensis địa phương đã được đánh giá. Liều bức xạ tối ưu gây ra tình trạng vô sinh cho đực mà không làm giảm cường độ giao phối đã được kiểm nghiệm bằng cách sử dụng liều bức xạ Cobalt 60 từ 70-100 Gy. Khả năng cạnh tranh giao phối tương đối của những con đực được nuôi trong phòng thí nghiệm (giống GAMA) so với những con đực hoang dã (giống AMAL) đối với những con cái hoang dã (giống AMAL) đã được điều tra trong các điều kiện phòng thí nghiệm và bán tự nhiên thông qua việc sử dụng lồng ngoài trời lớn. Ba tỷ lệ khác nhau giữa đực vô sinh với đực hoang dã và con cái hoang dã đã được đánh giá [1:1:1, 5:1:1 và 10:1:1 (côn trùng đực vô sinh: côn trùng đực hoang dã: côn trùng cái hoang dã)]. Bức xạ với các liều được kiểm nghiệm không ảnh hưởng đến sự xuất hiện của côn trùng trưởng thành nhưng có tác động trung bình đến khả năng sống sót của côn trùng trưởng thành và cường độ giao phối. Liều 75 Gy đã được chọn cho các thử nghiệm khả năng cạnh tranh. Các thí nghiệm về khả năng cạnh tranh giao phối cho thấy rằng những con muỗi đực GAMA đã được chiếu xạ chỉ bằng một phần ba khả năng cạnh tranh so với các con đực AMAL hoang dã của chúng trong các điều kiện bán tự nhiên. Tuy nhiên, chúng không cạnh tranh bằng dưới các điều kiện phòng thí nghiệm. Tỷ lệ chiếu xạ 10:1 đã gây ra tỷ lệ vô sinh cao nhất trong quần thể đại diện hoang dã, với tiềm năng giảm sinh sản hiệu quả. Những con đực An. arabiensis GAMA đã được nuôi cấy và vô sinh với tỷ lệ thả ra là 3:1 (3 con đực vô sinh so với 1 con đực hoang dã, hữu sinh) có thể cạnh tranh thành công cho việc thụ tinh của những con cái hoang dã. Những kết quả này sẽ được sử dụng để thông báo cho các thí nghiệm thả quy mô nhỏ tiếp theo ở Nam Phi.
Từ khóa
#Anopheles arabiensis #Kỹ thuật côn trùng đặt tính bất hoạt #bệnh sốt rét #sự cạnh tranh giao phối #kiểm soát véc tơTài liệu tham khảo
Maharaj R, Raman J, Moris N, Moonasar D, Durrheim DN, Seocharan I, et al. Epidemiology of malaria in South Africa: From control to elimination. S Afr Med J. 2013;103:779–83.
Moonasar D, Nuthulaganti T, Kruger PS, Mabuza A, Rasiswi ES, Benson FG, et al. Malaria control in South Africa 2000–2010: beyond MDG6. Malar J. 2012;11:294.
Brooke B, Koekemer L, Kruger P, Urbach J, Misiani E, Coetzee M. Malaria vector control in South Africa. S Afr Med J. 2013;103:784–8.
Hargreaves K, Koekemoer LL, Brooke BD, Hunt RH, Mthembu J, Coetzee M. Anopheles funestus resistant to pyrethroid insecticides in South Africa. Med Vet Entomol. 2000;14:181–9.
Hargreaves K, Hunt RH, Brooke BD, Mthembu J, Weeto MM, Awolola TS, et al. Anopheles arabiensis and Anopheles quadriannulatus resistance to DDT in South Africa. Med Vet Entomol. 2003;17:417–22.
Mouatcho JC, Munhenga G, Hargreaves K, Brooke BD, Coetzee M, Koekemoer LL. Pyrethroid resistance in a major African malaria vector, Anopheles arabiensis, from Mamfene, northern Kwazulu/Natal. S Afr J Sci. 2009;105:127–31.
de Meillon B. The control of malaria in South Africa by measures directed against the adult mosquitoes in habitations. Quart Bull Health League Nations. 1936;5:134–7.
Munhenga G, Brooke BD, Spillings B, Essop L, Hunt RH, Midzi S, et al. Sterile Insect Technique feasibility study in northern Kruger National Park, South Africa: field study site selection, species abundance and monthly distribution of Anopheline mosquitoes. Malar J. 2014;13:27.
Munhenga G, Brooke BD, Chirwa TF, Hunt RH, Govender D, Coetzee M, et al. Evaluating the potential of the sterile insect technique for malaria control: Relative fitness and mating compatibility between laboratory colonized and a wild population of Anopheles arabiensis from the Kruger National Park, South Africa. Parasit Vectors. 2011;4:208.
Dyck VA, Hendrichs J, Robinson AS. Sterile Insect Technique-principles and practice in area-wide integrated pest management. Dordrecht: Springer; 2005.
Knipling E. Possibilities of insect control or eradication through use of sexually sterile males. J Econ Entomol. 1955;48:459–62.
Snow JW. Radiation, insects and eradication in North America. An overview from screwworm to bollworm. In: Modern Insect Control: Nuclear Techniques and Biotechnology. Vienna: Proceedings of a symposium jointly organized by IAEA/FAO; 1987. IAEA-SM-301/29.
Vreysen MJB, Saleh KM, Ali MY, Abdulla AM, Zhu Z-R, Juma KG, et al. Glossina austeni (Diptera: Glossinidae) eradicated on the island of Unguja, Zanzibar, using the sterile insect technique. J Econ Entomol. 2000;93:123–35.
Hendrichs J, Franz G, Rendon P. Increased effectiveness and applicability of the Sterile Insect Technique through male-only release for control of Mediterranean fruit-flies during fruiting seasons. J Appl Entomol. 1995;119:371–7.
Kakinohana H. The melon fly eradication program in Japan. In: CO Calkins WK, Liedo P, editors. Fruit Flies and the Sterile Insect Technique. Boca Raton: CRC Press; 1984. p. 223–36.
Catteruccia F, Crisanti A, Wimmer EA. Transgenic technologies to induce sterility. Malar J. 2009;8:S7.
Balesstrino F, Benedict MQ, Gilles JRL. A new larval tray and rack system for improved mosquito mass rearing. J Med Entomol. 2012;49:595–605.
Phuc HK, Andreasen MH, Burton RS, Vass C, Epton MJ, Pape G, et al. Late-acting dominant lethal genetic systems and mosquito control. BMC Biol. 2007;5:11.
Knipling EF. Possibilities of insect control or eradication through the use of sexually sterile male. J Econ Entomol. 1955;48:459–69.
Benedict MQ, Knols BGJ, Bossin HC, Howell EM, Caceres C, Robinson S. Colonisation and mass rearing: learning from others. Malar J. 2009;8:S4.
Knop NF, Asman SM, Reisen WK, Milby MM. Changes in the biology of Culex tarsalis (Diptera: Culicidae) associated with colonization under contrasting regimes. Environ Entomol. 1987;16:405–14.
Charlwood J. May the force be with you: measuring mosquito fitness in the field In: Takken W, Scott T, editors. Dordrecht: Kluwer Publisher; 2003; p. 47-62.
Cayol JP. Changes in sexual behaviour and life history traits of tephhritid species caused by mass-rearing processes. In: Aluja M, Norrbom AL, editors. Fruit Flies (Tephritidae): Phylogeny and Evolution of Behaviour. Boca Raton, Florida; CRC Press LLC; 2000. p. 843-860.
Charlwood JD, Jones MDR. Mating behaviour in the mosquito, Anopheles gambiae s.l. I. Close range and contact behaviour. Physiol Entomol. 1979;4:111–20.
Diabate A, Baldet T, Brengues C, Kengne P, Dabire KR, Simard F, et al. Natural swarming behaviour of the molecular M form of Anopheles gambiae. Trans R Soc Trop Med Hyg. 2003;97:713–6.
Calkins CO, Parker AG. Sterile insect quality. In: Dyck VA, Hendrichs J, Robinson AS, editors. Sterile Insect Technique Principles and Practice in Area-Wide Integrated Pest Management. Dordrecht: Springer; 2005. p. 269–96.
Yamada H, Vreysen MJB, Gillies JRL, Munhenga G, Damiens DD. The effect of genetic manipulation, dieldrin treatment and irradiation on the mating competitiveness of male Anopheles arabiensis in field cages. Malar J. 2014;13:318.
Kaiser PE, Bailey DL, Lowe RE, Seawright JA, Dame DA. Mating competitiveness of chemo sterilized males of a genetic sexing strain of Anopheles albimanus in laboratory and field tests. Mosq News. 1979;39:768–75.
Dame DA, Curtis CF, Benedict MQ, Robinson AS, Knols BG. Historical applications of induced sterilisation in field populations of mosquitoes. Malar J. 2009;8:S2.
Yamada H, Benedict MQ, Malcolm CA, Oliva CF, Soliban SM, Gilles JRL. Genetic sex separation of the malaria vector, Anopheles arabiensis, by exposing eggs to dieldrin. Malar J. 2012;11:208.
Helinski MEH, Parker AG, Knols BG. Radiation-induced sterility for pupal and adult stages of the malaria mosquito Anopheles arabiensis. Malar J. 2006;5:41.
Choi KS, Christian RN, Nardini L, Wood OR, Agubuzo E, Muleba M, et al. Insecticide resistance and role in malaria transmission of Anopheles funestus populations from Zambia and Zimbabwe. Parasit Vectors. 2014;7:1–8.
Fried M. Determination of sterile-insect competitiveness. J Econ Entomol. 1971;64:869–72.
Helinski MEH, Parker AG, Knols BGJ. Radiation biology of mosquitoes. Malar J. 2009;8:S6.
Rull J, Encarnación N, Birke A. Mass rearing history and irradiation affect mating performance of the male fruit fly, Anastrepha obliqua. J Inst Sci. 2012;12:1–10.
Ageep TB, Damiens D, Alsharif B, Ahmed A, Salih EHO, Ahmed FTA, et al. Participation of irradiated Anopheles arabiensis males in swarms following field release in Sudan. Malar J. 2014;13:484.
Hassan MM, El-Motasim WM, Ahmed RT, El-Sayed BB. Prolonged colonisation, irradiation, and transportation do not impede mating vigour and competitiveness of male Anopheles arabiensis mosquitoes under semi-field conditions in Northern Sudan. Malar World J. 2010;1:2.
Maïga H, Damiens D, Niang A, Sawadogo SP, Fatherhaman O, Lees RS, et al. Mating competitiveness of sterile male Anopheles coluzzii in large cages. Malar J. 2014;13:460.
Helinski MEH, Knols BGJ. Mating competitiveness of male Anopheles arabiensis mosquitoes irradiated with a partially or fully sterilizing dose in small and large laboratory cages. J Med Entomol. 2008;45:698–705.
Chambers EW, Hapairai L, Peel BA, Bossin H, Dobson SL. Male mating competitiveness of a Wolbachia-introgressed Aedes polynesiensis strain under semi-field conditions. PLoS Negl Trop Dis. 2011;5:1–6.