Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Lập bản đồ tương tác giữa Agrobacterium tumefaciens và các cơ thể giống protocorm của phong lan Vanda Kasem’s Delight
Tóm tắt
Sự tiếp xúc vật lý giữa A. tumefaciens và tế bào vách của cây mục tiêu là điều cần thiết để chuyển giao và tích hợp gen chuyển giao nhằm giới thiệu một đặc tính mới. Phản ứng hóa di động và sự bám dính của Agrobacterium đối với các cơ thể giống protocorm (PLB) của phong lan Vanda Kasem’s Delight (VKD) đã được nghiên cứu để phân tích sự tương tác giữa Agrobacterium và PLB trong suốt quá trình biến đổi gen. Nghiên cứu cho thấy rằng ban đầu A. tumefaciens bám dính tạm thời vào bề mặt PLB thông qua hình thức bám dính theo phương dọc và phương ngang, sau đó là bám dính không hồi phục liên quan đến việc sản xuất cấu trúc sợi cellulose bởi A. tumefaciens. Sợi cellulose cho phép tạo thành màng sinh học ở đầu sợi trichome. Ngược lại, biến thể đột biến kém bám dính Escherichia coli strain DH5α đã thiếu hụt đáng kể trong quá trình bám dính. Phép thử GUS quang phổ cho thấy giá trị trung bình của sự bám dính của A. tumefaciens là 8.72% so với đối chứng âm E. coli strain DH5α chỉ đạt 0.16%. A. tumefaciens di chuyển với biên độ sắc nét và sáng hơn khi bị tổn thương nghiêm trọng lên PLB, tạo ra tỷ lệ di chuyển cao nhất là 1.46, điều này chứng tỏ tác động tích cực của các chất tiết từ cây đối với sự di chuyển của vi khuẩn. Nghiên cứu cho thấy PLB của VKD là các mẫu thích hợp để biến đổi gen qua trung gian Agrobacterium, vì vi khuẩn thể hiện tỷ lệ năng lực cao hơn.
Từ khóa
#Agrobacterium tumefaciens #Vanda Kasem’s Delight #protocorm-like bodies #chuyển giao gen #bám dính vi khuẩnTài liệu tham khảo
Anderson DJ, Birch RG (2012) Minimal handling and super-binary vector facilitate efficient Agrobacterium-mediated transformation of sugarcane (Saccharum spp. hybrid). Trop Plant Biol 5:183–192. doi:10.1007/s12042-012-9101-1
Shantha SL, Padma Bhat SG, Sunil Kumar C, Ragavendra Rao B (2012) Genetic manipulation of tomato (Lycopersicon esculentum) using wga gene through Agrobacterium-mediated transformation. Kathmandu Univ J Sci Eng Technol 8:36–43. doi:10.3126/kuset.v8i1.6041
Nizam S, Verma S, Singh K, Aggarwal R, Srivastava KD, Verma PK (2012) High reliability transformation of the wheat pathogen Bipolaris sorokiniana using A. tumefaciens. J Microbiol Methods 88:386–392. doi:10.1016/J.MIMET.2012.01.004
Sreeramanan S, Vinod B, Sashi S, Xavier R (2008) Optimization of the transient gus A gene transfer of Phalaenopsis violacea orchid via Agrobacterium tumefaciens: an assessment of factors influencing the efficiency of gene transfer mechanisms. Adv Nat Appl Sci 2:77–88
Ng CY, Saleh NM (2011) In vitro propagation of Paphiopedilum orchid through formation of protocorm-like bodies. Plant Cell Tissue Org 105:193–202. doi:10.1007/s11240-010-9851-0
Vacin EF, Went FW (1949) Some pH changes in nutrient solutions. Bot Gaz 110:605–613. doi:10.1086/335561
Perez Hernandez JB, Remy S, Sauco GV, Swennen R, Sagi L (1999) Chemotactic movement and attachment of A. tumefaciens to banana cells and tissues. J Plant Physiol 155:245–250 (0176-1617/99/155/245)
Wilson KJ, Hughes SG, Jefferson RA. The Escherichia coli gus operon: Induction and expression of the gus operon in E. coli and the occurrence and use of GUS in other bacteria (1992) In: Gallagher SR (ed) GUS protocols: Using the GUS gene as a reporter of gene expression. Academy Press Inc, San Diego, pp 7–22
Remans T, Schenk PM, Manners JM, Grof CPL, Elliot AR (1999) A protocol for the fluorometric quantification of mGFPS-ER and sGFP (S65T) in transgenic plants. Plant Mol Biol Rep 17:385–395. doi:10.1023/A:1007654318401
Shaw CH (1995) A. tumefaciens chemotaxis protocols. In: Gartland KMA, Davey MR (eds) Agrobacterium protocols: methods in molecular biology. Humana Press Inc, Totowa, NJ, pp 29–36. doi:10.1385/0-89603-302-3:29
Gelvin SB (2010) Plant proteins involved in Agrobacterium-mediated genetic transformation. Annu Rev Phytopathol 48:45–68. doi:10.1146/annurev-phyto-080508-081852
Fronzes R, Christie PJ, Waksman G (2009) The structural biology of type IV secretion systems. Nat Rev Microbiol 7:703–714. doi:10.1038/nrmicro2218
Aly KA, Krall L, Lottspeich F, Baron C (2008) The Type IV secretion system component VirB5 binds to the trans-zeatin biosynthetic enzyme Tzs and enables its translocation to the cell surface of Agrobacterium tumefaciens. J Bacteriol 190:1595–1604. doi:10.1128/JB.01718-07
Judd PK, Kumar RB, Das A (2005) Spatial location and requirements for the assembly of the A. tumefaciens type IV secretion apparatus. P Natl Acad Sci USA 102:11498–11503. doi:10.1073/pnas.0505290102
Tomlinson AD, Fuqua C (2009) Mechanisms and regulation of polar surface attachment in A. tumefaciens. Curr Opin Microbiol 12:708–714. doi:10.1016/j.mib.2009.09.014
Atmakuri K, Cascales E, Burton OT, Banta LM, Christie PJ (2007) Agrobacterium ParA/MinD-like VirC1 spatially coordinates early conjugative DNA transfer reactions. EMBO J 26:2540–2551. doi:10.1038/sj.emboj.7601696
Aguilar J, Cameron TA, Zupan J, Zambryski P (2011) Membrane and core periplasmic A. tumefaciens virulence Type IV secretion system components localize to multiple sites around the bacterial perimeter during lateral attachment to plant cells. MBio 2:e00218–11. doi:10.1128/mBio.00218-11
Rodríguez-Navarro DN, Dardanelli MS, Ruíz-Saínz JE (2007) Attachment of bacteria to the roots of higher plants. FEMS Microbiol Lett 272:127–136. doi:10.1111/j.1574-6968.2007.00761.x
Amin MCIM, Abadi AG, Ahmad N, Katas H, Jamal JA (2012) Bacterial cellulose film coating as drug delivery system: physicochemical, thermal and drug release properties. Sains Malays 41:561–568
Marshall SH, Gómez FA, Ramírez R, Nilo L, Henríquez V (2012) Biofilm generation by Piscirickettsia salmonis under growth stress conditions: a putative in vivo survival/persistence strategy in marine environments. Res Microbiol 163:557–566. doi:10.1016/j.resmic.2012.08.002
Gelvin SB (2006) Agrobacterium virulence gene induction. In: Wang K (ed) Methods in molecular biology Agrobacterium protocols. Humana Press Inc, Totowa, pp 77–84 (ISBN 1-58829-536-2)
Gelvin SB (2009) Agrobacterium in the genomics age. Plant Physiol 150:1665–1676. doi:10.1104/pp.109.139873
Maurer LM, Yohannes E, Bondurant SS, Radmacher M, Slonczewski JL (2005) pH regulates genes for flagellar motility, catabolism, and oxidative stress in Escherichia coli K-12. J Bacteriol. doi:10.1128/JB.187.1.304-319.2005
Logan SM (2006) Flagellar glycosylation: a new component of the motility repertoire. Microbiology 152:1249–1262. doi:10.1099/mic.0.28735-0