Phân tích các locut tính trạng định lượng (QTLs) cho phản ứng nuôi cấy mô trong đậu nành (Glycine max (L.) Merr.)

Elsevier BV - Tập 32 - Trang 337-342 - 2011
Chao Yang1,2, Tuanjie Zhao1, Deyue Yu1, Junyi Gai1
1National Center for Soybean Improvement, Nanjing Agricultural University, Nanjing, Jiangsu, China
2Department of Science and Technology, Shandong Agricultural University, Taian, Shandong, China

Tóm tắt

Các locut tính trạng định lượng (QTLs) kiểm soát phản ứng nuôi cấy mô trong đậu nành đã được phát hiện bằng cách sử dụng 184 dòng tái tổ hợp đồng hợp (RILs) được sinh ra từ hai giống: Kefeng No.1 và Nannong 1138-2. Bản đồ phân tử gồm 834 chỉ thị phân tử sử dụng quần thể này đã bao phủ một không gian là 2307,83 cM của bộ gen trong 24 nhóm liên kết. Hiệu suất nuôi cấy mô trong đậu nành được đánh giá bằng hai chỉ số: tần suất kích thích callus (CIF) và tần suất khởi đầu phôi thân (SEIF). Chúng được biểu thị bằng số lượng mẫu nuôi cấy sản xuất callus/ tổng số mẫu nuôi cấy và số lượng mẫu nuôi cấy sản xuất phôi thân/ tổng số mẫu nuôi cấy, tương ứng. Các dòng RIL cho thấy sự phân ly liên tục cho cả hai chỉ số. Với việc sử dụng phương pháp bản đồ khoảng trống tổng hợp (CIM) được mô tả trong Windows QTL Cartographer Phiên bản 2.5, ba locut tính trạng định lượng (QTLs) đã được xác định cho tần suất kích thích callus, trên các nhiễm sắc thể B2 và D2, giải thích sự biến thiên kiểu hình từ 5,84% đến 16,60%; bốn QTLs trên nhiễm sắc thể G được phát hiện cho tần suất khởi đầu phôi thân và giải thích sự biến thiên kiểu hình từ 7,79% đến 14,16%. Thông tin về các QTLs mới được xác định trong nghiên cứu hiện tại sẽ góp phần vào cải thiện di truyền các đặc tính tái sinh với sự hỗ trợ của việc chọn lọc theo chỉ thị (MAS) trong đậu nành.

Từ khóa

#QTLs #nuôi cấy mô #đậu nành #Glycine max #kỹ thuật chọn lọc theo chỉ thị

Tài liệu tham khảo

Armstrong, C.L., Romero-Severson, J., and Hodges, T.K. (1992). Improved tissue culture response of an elite maize inbred through backcross breeding and identification of chromosomal regions important for regeneration by RFLP analysis. Theor. Appl. Genet. 84, 755–762. Bolibok, H., and Rakoczy-Trojanowska, M. (2006). Genetic mapping of QTLs for tissue-culture response in plants. Euphytica 149, 73–83. Bolibok, H., Gruszczynska, A., Hromada-Judycka, A., and Rakoczy-Trojanowska, M. (2007). The identification of QTLs associated with the in vitro response of rye (Secale cereale L.). Cell. Mol. Biol. Lett. 12, 523–535. Churchill, G., and Doerge, R.W. (1994). Empirical threshold values for quantitative triat mapping. Genetics 138, 963–971. Flores Berrios, E.L., Sarrafi, A., Fabre, F., Alibert, G., and Gentzbittel, L. (2000). Genotypic variation and chromosomal location of QTLs for somatic embryogenesis revealed by epidermal layers culture of recombinant inbred lines in the sunflower (Helianthus annuus L.). Theor. Appl. Genet. 101, 1307–1312. Flores Berrios, E.L., Gentzbittel, H., Kayyal, G., Alibert, A., and Sarrafi, A. (2000). AFLP mapping of QTLs for in vitro organogenesis traits using recombinant inbred lines in sunflower (Helianthus annuusL.). Theor. Appl. Genet. 101, 1299–1306. Gamborg, O.L., Miller, R.A., and Ojima, K. (1968). Nutrient requirement of suspension cultures of soybean root cells. Exp. Cell. Res. 50, 151–158. He, P., Shen, L., Lu, C., Chen, Y., and Zhu, L. (1998). Analysis of quantitative trait loci which contribute to anther culturability in rice (Oryza sativa L.). Mol. Breed. 4, 165–172. Henry, Y., Vain, P., and Buyser, J.D. (1994). Genetic analysis of in vitro plant tissue culture responses and regeneration capacities. Euphytica 79, 45–58. Hofmann, N., Nelson, R.L., and Korban, S.S. (2004). Influence of medium components and pH on somatic embryo induction in three genotypes of soybean. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 77, 157–163. Jia, H., Yi, D., Yu, J., Xue, S., Xiang, Y., Zhang, C., Zhang, Z., Zhang, L., and Ma, Z. (2007). Mapping QTLs for tissue culture response of mature wheat embryos. Mol. Cells 23, 323–330. Khalafalla, M.M., El-Shemy, H.A., Rahman, S.M., Teraishi, M., Hasegawa, H., Terakawa, T., and Ishimoto, M. (2006). Efficient production of transgenic soybean (Glycine max [L] Merrill) plants mediated via whisker-supersonic (WSS) method. African J. Biotech. 5, 1594–1599. Komatsuda, T., Taguchi-Shiobara, F., Oka, S., Takaiwa, F., Annaka, T., and Jacobson, H.J. (1995). Transfer and mapping of the shoot differentiation locus Shd1 in barley chromosome 2. Genome 38, 1009–1014. Koornneef, M., Bade, J., Hanhart, C., Horsman, K., Schel, J., Soppe, W., Verkerk, R., and Zabel, P. (1993). Characterization and mapping of a gene controlling shoot regeneration in tomato. Plant J. 3, 131–141. Kosambi, D.D. (1943). The estimation of map distances from recombination values. Ann. Hum. Genet. 12, 172–175. Krakowsky, M.D., Lee, M., Garay, L., Woodman-Clikeman, W., Long, M.J., Sharopova, N., Frame, B., and Wang, K. (2006). Quantitative trait loci for callus initiation and totipotency in maize (Zea mays L.). Theor. Appl. Genet. 113, 821–830. Kwon, Y.S., Kim, K.M., Eun, M.Y., and Sohn, J.K. (2002). QTL mapping and associated marker selection for the efficacy of green plant regeneration in anther culture of rice. Plant Breeding 12, 10–16. Lazzeri, P.A., Hildebrand, D.F., and Collins, G.B. (1985). A procedure for plant regeneration from immature cotyledon tissue of soybean. Plant Mol. Biol. Rep. 3, 160–167. Manninen, O.M. (2000). Associations between anther-culture response and molecular markers on chromosomes 2H, 3H and 4H of barley (Hordeum vulgare L.). Theor. Appl. Genet. 100, 57–62. Mano, Y., and Komatsuda, T. (2002). Identification of QTLs controlling tissue-culture traits in barley (Hordeum vulgare L.). Theor. Appl. Genet. 105, 708–715. Murashige, T., and Skoog, F. (1962) A revised medium for rapid growth and bioassay with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant 15, 473–497. Murigneux, A., Bentollila, S., Hardy, T., Baud, S., Guitton, C., Jullien, H., Ben Tahar, S., Freyssinet, G., and Beckert, M. (1994). Genotypic variation of quantitative trait loci controlling in vitro androgenesis in maize. Genome 37, 970–976. Panthee, D.R., Pantalone, V.R., Sams, C.E., Saxton, A.M., West, D.R., and Rayford, W.E. (2004). Genomic regions governing soybean seed nitrogen accumulation. J. Am. Oil Chem. Soc. 81, 77–82. Paz, M.M., Shou, H., Guo, Z., Zhang, Z., Banerjee, A.K., and Wang, K. (2004). Assessment of conditions affecting Agrobacteriummediated soybean transformation using the cotyledonary node explant. Euphytica 136, 167–179. Paz, M.M., Martinez, J.C., Kalvig, A.B., Fonger, T.M., and Wang, K. (2006). Improved cotyledonary node method using an alternative explant derived from mature seed for efficient Agrobacterium-mediated soybean transformation. Plant Cell Rep. 25, 206–213. Qi, B., Korir, P., Zhao, T., Yu, D., Chen, S., and Gai, J. (2008). Mapping quantitative trait loci associated with Aluminum toxin tolerance in NJRIKY recombinant inbred line population of soybean (Glycine max). J. Integr. Plant Biol. 50, 1089–1095. Reichert, N.A., Young, M.M., and Woods, A.L. (2003). Adventitious organogenic regeneration from soybean genotypes representing nine maturity groups. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 75, 273–277. Sairam R.V., Franklin, G., Hassel, R., Smith, B., Meeker, K., Kashikar, N., Parani, M., Abed, D.A., Ismail, S., Berry, K., et al. (2003). A study on the effect of genotypes, plant growth regulators and sugars in promoting plant regeneration via organogenesis from soybean cotyledonary nodal callus. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 75, 79–85. Taguchi-Shiobara, F., Komatsuda, T., and Oka, S. (1997). Comparison of two indices for evaluating regeneration ability in rice (Oryza sativa L.) through a diallel analysis. Theor. Appl. Genet. 94, 378–382. Taguchi-Shiobara, F., Yamamoto, T., Yano, M., and Oka, S. (2006). Mapping QTLs that control the performance of rice tissue culture and evaluation of derived near-isogenic lines. Theor. Appl. Genet. 112, 968–976. Torp, A.M., Hansen, A.L., and Andersen, S.B. (2001). Chromosomal regions associated with green plant regeneration in wheat (Triticum aestivum L.) anther culture. Euphytica 119, 377–387. Van-Ooijen, J.W., and Voorrips, R.E. (2002). JOINMAP 3.0, Software for the calculation of genetic linkage maps. Plant Research Int. Wageningen, the Netherlands. Wan, Y., Rocheford, T.R., and Widholm, J.M. (1992). RFLP analysis to identify putative chromosomal regions involved in the anther culture response and callus formation of maize. Theor. Appl. Genet. 85, 360–365. Wang, S., Basten, C.J., and Zeng, Z.B. (2006). Windows QTL Cartographer 2.5. Department of Statistics. North Carolina State University, Raleigh. Wilcox, J.R. (2004). World distribution and trade of soybean. In Soybeans: Improvement, Production and Uses, H.R., Boerma, and J.E., Specht, eds. (Agronomy Monograph 16, 3rd eds. (American Society of Agronomy/Crop Science Society of America/ Soil Science Society of America, Madison), pp. 1–13. Yang, C., Zhao, T., Yu, D., and Gai, J. (2009). Somatic embryogenesis and plant regeneration in Chinese soybean (Glycine max (L.) Merr.) — impacts of mannitol, abscisic acid, and explant age. In vitro cellular & developmental biology — Plant 45, 180–188. Yu, K., and Pauls, K. (1993) Identification of a RAPD marker associated with somatic embryogenesis in alfalfa. Plant Mol. Biol. 22, 269–277.