Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Tình trạng kháng thuốc diệt côn trùng của ba loài muỗi truyền bệnh sốt rét, Anopheles gambiae (s.l.), An. funestus và An. mascarensis, từ các vùng ven biển phía nam, trung tâm và phía đông Madagascar
Tóm tắt
Kiểm soát vectơ dựa trên thuốc diệt côn trùng, bao gồm việc sử dụng màn ngủ có tẩm thuốc diệt côn trùng (ITNs) và phun thuốc diệt côn trùng trong nhà (IRS), là phương pháp chính để kiểm soát sốt rét ở Madagascar. Tuy nhiên, hiệu quả của nó đang bị đe doạ khi các vectơ trở nên kháng lại thuốc diệt côn trùng. Nghiên cứu này điều tra tình trạng kháng của các vectơ sốt rét ở Madagascar đối với nhiều loại thuốc diệt côn trùng được khuyến nghị cho việc sử dụng trong ITNs và/hoặc IRS. Các thử nghiệm sinh học bằng ống WHO và chai CDC đã được thực hiện trên quần thể Anopheles gambiae (s.l.), An. funestus và An. mascarensis. Muỗi cái trưởng thành An. gambiae (s.l.) được nuôi từ ấu trùng và nhộng thu thập từ tự nhiên đã được kiểm nghiệm độ kháng với DDT, permethrin, deltamethrin, alpha-cypermethrin, lambda-cyhalothrin, bendiocarb và pirimiphos-methyl. Muỗi cái An. funestus và An. mascarensis nghỉ ngơi thu thập từ các bề mặt không được phun thuốc đã được kiểm nghiệm chống lại permethrin, deltamethrin và pirimiphos-methyl. Tác động của việc tiếp xúc trước với các chất phối hợp piperonyl-butoxide (PBO) và S,S,S-tributyl phosphorotrithioate (DEF) cũng đã được đánh giá. Các phân tích phân tử đã được thực hiện để xác định loài và xác định sự hiện diện của đột biến kháng knock-down resistance (kdr) và acetylcholinesterase resistance (ace-1\n \n R\n \n ). Anopheles funestus và An. mascarensis hoàn toàn nhạy cảm với permethrin, deltamethrin và pirimiphos-methyl. Anopheles gambiae (s.l.) hoàn toàn nhạy cảm với bendiocarb và pirimiphos-methyl. Trong 17 quần thể An. gambiae (s.l.) được kiểm nghiệm với deltamethrin, không ghi nhận sự kháng đã được xác nhận, nhưng đã quan sát thấy sự nghi ngờ kháng ở hai địa điểm. Anopheles gambiae (s.l.) kháng permethrin ở bốn trong số 18 địa điểm (tỷ lệ tử vong 68–89%) và kháng alpha-cypermethrin (89% tỷ lệ tử vong) và lambda-cyhalothrin (80% và 85%) ở một trong 17 địa điểm, sử dụng một hoặc cả hai phương pháp thử nghiệm. Việc tiếp xúc trước với PBO đã phục hồi hoàn toàn độ nhạy cảm với tất cả các thuốc pyrethroid được thử nghiệm, ngoại trừ một địa điểm nơi chỉ quan sát thấy phục hồi một phần với permethrin. DEF hoàn toàn подавлял kháng thuốc với deltamethrin và alpha-cypermethrin, trong khi có sự phục hồi một phần độ nhạy cảm với permethrin ở hai trong số ba địa điểm. Dữ liệu phân tích phân tử gợi ý thiếu vắng các đột biến gen kdr và ace-1\n \n R\n . Nghiên cứu này gợi ý sự tham gia của các enzyme giải độc trong tình trạng kháng kiểu hình của An. gambiae (s.l.) đối với các loại thuốc pyrethroid. Việc thiếu kháng ở An. funestus và An. mascarensis với pirimiphos-methyl và pyrethroids và ở An. gambiae (s.l.) với carbamates và organophosphates cung cấp cơ hội lớn hơn cho việc quản lý kháng thuốc ở Madagascar.
Từ khóa
#sốt rét #muỗi truyền bệnh #kháng thuốc diệt côn trùng #Madagascar #Anopheles gambiae #An. funestus #An. mascarensisTài liệu tham khảo
PMI. The President’s malaria initiative eighth annual report to congress, Washington DC, USA: PMI; 2014. http://www.pmi.gov/docs/default-source/default-document-library/pmi-reports/pmireport_final.pdf?sfvrsn=16. Accessed 1 Sep 2016.
WHO. World malaria report 2015. Geneva: World Health Organization; 2015. ix
Knox TB, Juma EO, Ochomo EO, Jamet HP, Ndungo L, Chege P, et al. An online tool for mapping insecticide resistance in major Anopheles vectors of human malaria parasites and review of resistance status for the Afrotropical region. Parasit Vectors. 2014;7:76.
Protopopoff N, Matowo J, Malima R, Kavishe R, Kaaya R, Wright A, et al. High level of resistance in the mosquito Anopheles gambiae to pyrethroid insecticides and reduced susceptibility to bendiocarb in north-western Tanzania. Malar J. 2013;12:149.
Yewhalaw D, Wassie F, Steurbaut W, Spanoghe P, Van Bortel W, Denis L, et al. Multiple insecticide resistance: an impediment to insecticide-based malaria vector control program. PLoS One. 2011;6:e16066.
Protopopoff N, Verhaeghen K, Bortel WV, Roelants P, Marcotty T, Baza D, et al. A significant increase in kdr in Anopheles gambiae is associated with an intensive vector control intervention in Burundi highlands. Tropical Med Int Health. 2008;13:1479–87.
Ranson H, Abdallah H, Badolo A, Guelbeogo WM, Kerah-Hinzoumbe C, Yangalbe-Kalnone E, et al. Insecticide resistance in Anopheles gambiae: data from the first year of a multi-country study highlight the extent of the problem. Malar J. 2009;8:299.
Mulamba C, Riveron JM, Ibrahim SS, Irving H, Barnes KG, Mukwaya LG, et al. Widespread pyrethroid and DDT resistance in the major malaria vector Anopheles funestus in East Africa is driven by metabolic resistance mechanisms. PLoS One. 2014;9:e110058.
Aizoun N, Aikpon R, Gnanguenon V, Oussou O, Agossa F, Padonou G, et al. Status of organophosphate and carbamate resistance in Anopheles gambiae sensu lato from the south and north Benin, West Africa. Parasit Vectors. 2013;6:274.
Edi CA, Koudou BG, Bellai L, Adja AM, Chouaibou M, Bonfoh B, et al. Long-term trends in Anopheles gambiae insecticide resistance in Côte d’Ivoire. Parasit Vectors. 2014;7:500.
Dabire RK, Namountougou M, Diabate A, Soma DD, Dado J, Toe HK, et al. Distribution and frequency of kdr mutations within Anopheles gambiae s.l. populations and first report of the ace.1G119S mutation in Anopheles arabiensis from Burkina Faso (West Africa). PLoS One. 2014;9:e101484.
Toe KH, N’Fale S, Dabire RK, Ranson H, Jones CM. The recent escalation in strength of pyrethroid resistance in Anopheles coluzzii in West Africa is linked to increased expression of multiple gene families. BMC Genomics. 2015;16:146.
Niang el HA, Konate L, Diallo M, Faye O, Dia I. Patterns of insecticide resistance and knock down resistance (kdr) in malaria vectors An. arabiensis, An. coluzzii and An. gambiae from sympatric areas in Senegal. Parasit Vectors. 2016;9:71.
Djegbe I, Boussari O, Sidick A, Martin T, Ranson H, Chandre F, et al. Dynamics of insecticide resistance in malaria vectors in Benin: first evidence of the presence of L1014S kdr mutation in Anopheles gambiae from West Africa. Malar J. 2011;10:261.
Opondo KO, Weetman D, Jawar M, Diatta M, Fofana A, Crombe F, et al. Does insecticide resistance contribute to heterogeneities in malaria transmission in the Gambia? Malar J. 2016;15:166.
Temu EA, Maxwell C, Munyekenye G, Howard AFV, Munga S, Avicor SW, et al. Pyrethroid resistance in Anopheles gambiae, in Bomi County, Liberia, compromises malaria vector control. PLoS One. 2012;7:e44986.
Nwane P, Etang J, Chouaibou M, Toto JC, Koffi A, Mimpfoundi R, et al. Multiple insecticide resistance mechanisms in Anopheles gambiae s.l. populations from Cameroon, Central Africa. Parasit Vectors. 2013;6:41.
Etang J, Mbida AM, Akono PN, Binyang J, Moukoko CE, Lehman LG, et al. Anopheles coluzzii larval habitat and insecticide resistance in the island area of Manoka, Cameroon. BMC Infect Dis. 2016;16:217.
Anto F, Asoala V, Anyorigiya T, Oduro A, Adjuik M, Owusu-Agyei S, et al. Insecticide resistance profiles for malaria vectors in the Kassena-Nankana district of Ghana. Malar J. 2009;8:81.
Ole Sangba ML, Deketramete T, Wango SP, Kazanji M, Akogbeto M, Ndiath MO. Insecticide resistance status of the Anopheles funestus population in Central African Republic: a challenge in the war. Parasit Vectors. 2016;9:230.
Choi KS, Christian R, Nardini L, Wood OR, Agubuzo E, Muleba M, et al. Insecticide resistance and role in malaria transmission of Anopheles funestus populations from Zambia and Zimbabwe. Parasit Vectors. 2014;13:408.
Riveron JM, Chiumia M, Menze BD, Barnes KG, Irving H, Ibrahim SS, et al. Rise of multiple insecticide resistance in Anopheles funestus in Malawi: a major concern for malaria control. Malar J. 2015;14:344.
Glunt KD, Abilio AP, Bassat Q, Bulo H, Gilbert AE, Huijben S, et al. Long-lasting insecticidal nets no longer effectively kill the highly resistant Anopheles funestus of southern Mozambique. Malar J. 2015;14:298.
WHO. Global plan for insecticide resistance management in malaria vectors: World Health Organization Global Malaria Programme; 2012.
United States Development Agency. Madagascar Malaria Operational Plan FY 2016.
Mouchet J, Blanchy S, Rakotonjanabelo A, Ranaivoson G, Rajaonarivelo E, Laventure S, et al. Epidemiological stratification of malaria in Madagascar. Arch Inst Pasteur Madagascar. 1993;60:50–9.
Robert V, Le Goff G, Andrianaivolambo L, Randimby FM, Domarle O, Randrianarivelojosia M, et al. Moderate transmission but high prevalence of malaria in Madagascar. Int J Parasitol. 2006;36:1273–81.
Marrama L, Laventure S, Rabarison P, Roux J. Anopheles mascarensis (de Meillon,1947): main vector of malaria in the region of Fort-Dauphin (south east of Madagascar). Bull Soc Pathol Exot. 1999;92:136–8.
Nepomichene TN, Tata E, Boyer S. Malaria case in Madagascar, probable implication of a new vector, Anopheles coustani. Malar J. 2015;14:475.
Ratovonjato J, Randrianarivelojosia M, Rakotondrainibe ME, Raharimanga V, Andrianaivolambo L, Le Goff G, et al. Entomological and parasitological impacts of indoor residual spraying with DDT, alphacypermethrin and deltamethrin in the western foothill area of Madagascar. Malar J. 2014;13:21.
Madagascar MIS. République de Madagascar Enquête sur les Indicateurs du Paludisme (EIPM); 2013.
Kesteman T, Randrianarivelojosia M, Raharimanga V, Randrianasolo L, Piola P, Rogier C. Effectiveness of malaria control interventions in Madagascar: a nationwide case-control survey. Malar J. 2016;15:83.
Rakotondrainibe ME, Le Goff G, Rajaonarivelo E, Romi R, Raharimanga V, Rajaonarivelo E, et al. Insecticide sensitivity in malaria vectors in high altitude of Madagascar after five years of vector control. Arch Inst Pasteur Madagascar. 2000;66:32–5.
Ratovonjato J, Le Goff G, Rajaonarivelo E, Rakotondrainibe ME, Robert V. Donnees recentes sur la sensibilite d’Anopheles arabensis et d’Anopheles funestus aux pyrethrinoides et au DDT sur les Hautes Terres Centrales de Madagascar - Resultats preliminaires montrant une absence de la mutation kdr chez An. arabensis. Arch Inst Pasteur Madagascar. 2003;69:63–9.
Vazquez-Prokopec GM, Galvin WA, Kelly R, Kitron U. A new, cost-effective, battery-powered aspirator for adult mosquito collections. J Med Entomol. 2009;46:1256–9.
Gillies MT, Coetzee M. A supplement to the Anophelinae of Africa south of the Sahara. Johannesburg: South African Institute for Medical Research; 1987.
WHO. Test procedures for insecticide resistance monitoring in malaria vectors mosquitoes. Geneva: World Health Organization; 2013.
Brogdon WG, Chan A. Guideline for evaluating insecticide resistance in malaria vectors using the CDC bottle bioassay. Atlanta, Georgia, USA: CDC; 2013.
Scott JA, Brogdon WG, Collins FH. Identification of single specimens of the Anopheles gambiae Complex by the polymerase chain reaction. Am J Trop Med Hyg. 1993;49:520–9.
Favia G, Lanfrancotti A, Spanos L, Siden-Kiamos I, Louis C. Molecular characterization of ribosomal DNA polymorphisms discriminating among chromosomal forms of Anopheles gambiae s.s. Insect Mol Biol. 2001;10:19–23.
Martinez-Torres D, Chandre F, Williamson MS, Darriet F, Berge JB, Devonshire AL, et al. Molecular characterization of pyrethroid knockdown resistance (kdr) in the major malaria vector Anopheles gambiae s.s. Insect Mol. Biol. 1998;7:179–84.
Weill M, Malcolm C, Chandre F, Mogensen K, Berthomieu A, Marquine M, et al. The unique mutation in ace-1R giving high insecticide resistance is easily detectable in mosquito vectors. Insect Mol Biol. 2004;13:1–7.
Viera AJ, Garrett JM. Understanding introbserver agreement: the kappa statistic. Fam Med. 2005;37:360–3.
Ochomo E, Bayoh MN, Brogdon WG, Gimnig JE, Ouma C, Vulule JM, et al. Pyrethroid resistance in Anopheles gambiae s.s. and Anopheles arabiensis in western Kenya: phenotypic, metabolic and target site characterizations of three populations. Med Vet Entomol. 2013;27:156–64.
Stump AD, Atieli FK, Vulule JM, Besansky NJ. Dynamics of pyrethroid knockdown resistance allele in western Kenya populations of Anopheles gambiae in response to insecticide treated bed net trials. Am J Trop Med Hyg. 2004;70:591–6.
Witzig CL, Parry M, Morgan JC, Irving H, Steven A, Cuamba N, et al. Genetic mapping identifies a major locus spanning P450 clusters associated with pyrethroid resistance in kdr-free Anopheles arabiensis from Chad. Heredity. 2013;110:389–97.
Verhaeghen K, Van Bortel W, Trung HD, Sochantha T, Coosemans M. Absence of knockdown resistance suggests metabolic resistance in the main malaria vectors of the Mekong region. Malar J. 2009;8:84.
David J-P, Ismail HM, Chandor-Proust A, Paine MJI. The role of cytochrome P450s in insecticide resistance: impact on the control of mosquito-borne diseases and use of insecticides on earth. Phil Trans R Soc B. 2013;368:1–12.
Aïzoun N, Ossè R, Azondekon R, Alia R, Oussou O, Gnanguenon V, et al. Comparison of the standard WHO susceptibility tests and the CDC bottle bioassay for the determination of insecticide susceptibility in malaria vectors and their correlation with biochemical and molecular biology assays in Benin, West Africa. Parasit Vectors. 2013;6:147.
Rajatileka S, Burhani J, Ranson H. Mosquito age and susceptibility to insecticides. Trans R Soc Trop Med Hyp. 2011;105:247–53.
Christian RN, Matambo TS, Spillings BL, Brooke BD, Coetzee M, Koekemoer LL. Age-related pyrethroid resistance is not a function of P450 gene expression in the major African malaria vector, Anopheles funestus (Diptera: Culicidae). Genet Mol Res. 2011;10:3220–9.