Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Định lượng insulin bằng phương pháp miễn dịch trong các túi dinh dưỡng tĩnh mạch ba thành phần: so sánh hai phương pháp
Tóm tắt
Việc thêm insulin trực tiếp vào các túi truyền dịch có vẻ là một phương pháp hữu ích để kiểm soát tình trạng tăng glucose huyết ở bệnh nhân đang nhận dinh dưỡng tĩnh mạch ba thành phần (TPN). Hiệu quả của nó được đánh giá thông qua việc giám sát glucose trong máu, nhưng có ít dữ liệu về độ ổn định của insulin trong tình huống này. Trong số các phương pháp khác nhau để định lượng mức insulin trong huyết thanh người, các phương pháp miễn dịch dường như là phù hợp với một hỗn hợp TPN chứa nồng độ lipid cao. Chúng tôi tìm cách xác định và xác thực phương pháp miễn dịch nào trong hai phương pháp là tốt hơn để định lượng insulin người và do đó có thể được điều chỉnh để nghiên cứu độ ổn định của nó trong một hỗn hợp TPN. Hai phương pháp miễn dịch để định lượng insulin người tái tổ hợp đã được đánh giá trong TPN công nghiệp: một phương pháp định lượng miễn dịch phóng xạ (IRMA) và một phương pháp định lượng miễn dịch điện hóa hoá phát quang (IECMA). Các thử nghiệm xác thực cho cả hai phương pháp dựa trên phương pháp hồ sơ độ chính xác. Sự can thiệp với các xét nghiệm miễn dịch do hàm lượng lipid cao trong TPN đã được loại bỏ thông qua một quy trình chuẩn bị cải tiến sử dụng albumin huyết thanh bò (BSA) pha loãng trong dung dịch đệm phosphate (PBS). Sai số tổng hợp tương đối của IECMA dao động từ 1,74 đến 4,52% trong khi nó dao động từ −0,32 đến 8,37% với IRMA. Chỉ có IECMA cung cấp một hồ sơ độ chính xác với khoảng tin cậy 95% của giới hạn dung sai tính toán nằm giữa các giới hạn chấp nhận đã chọn (tức là, sai số tổng <±10%). IECMA kết hợp với pha loãng BSA là một phương pháp đơn giản và bán tự động cung cấp định lượng chính xác insulin người trong một hỗn hợp TPN mà không bị ảnh hưởng từ lipid.
Từ khóa
#insulin #dinh dưỡng tĩnh mạch ba thành phần (TPN) #phương pháp miễn dịch #định lượng insulinTài liệu tham khảo
McMahon MM, Nystrom E, Braunschweig C, Miles J, Compher C, American Society for Parenteral and Enteral Nutrition (A.S.P.E.N.) Board of Directors, et al. A.S.P.E.N. Clinical guidelines: nutrition support of adult patients with hyperglycemia. JPEN J Parenter Enteral Nutr. 2013;37:23–36.
Edakkanambeth Varayil J, Yadav S, Miles JM, Okano A, Kelly DG, Hurt RT, et al. Hyperglycemia during home parenteral nutrition administration in patients without diabetes. JPEN J Parenter Enteral Nutr. 2015.
Olveira G, Tapia MJ, Ocón J, Cabrejas-Gómez C, Ballesteros-Pomar MD, Vidal-Casariego A, et al. Parenteral nutrition-associated hyperglycemia in non-critically ill inpatients increases the risk of in-hospital mortality (multicenter study). Diabetes Care. 2013;36:1061–6.
Mirtallo J, Canada T, Johnson D, Kumpf V, Petersen C, Sacks G, et al. Safe practices for parenteral nutrition. JPEN J Parenter Enteral Nutr. 2004;28:S39–70.
Bassons T, Maria Sanchez J, Bassas L, Cardona D, Ordonez J, Bonal J. Insulina recuperada según los componentes de la nutrición parenteral. Rev SENPE. 1985;4:93–9.
Rusavý Z, Sramek V, Suchat R, Lacigova S, Topolcan O. Effects of carrier solution on insulin bioavailability. JPEN J Parenter Enteral Nutr. 2004;28:439–41.
Yilmaz B, Kadioglu Y, Capoglu I. Determination of insulin in humans with insulin-dependent diabetes mellitus patients by HPLC with diode array detection. J Chromatogr Sci. 2012;50:586–90.
Hoyer GL, Nolan PE, LeDoux JH, Moore LA. Selective stability-indicating high-performance liquid chromatographic assay for recombinant human regular insulin. J Chromatogr A. 1995;699:383–8.
Yu K-H, Tsao H-L, Lin S-J, Chen C-Y. Quantitative analysis of insulin in total parenteral nutrition bag in Taiwan. J Food Drug Anal. 2016;24:214–9.
Oliva A, Fariña J, Llabrés M. Development of two high-performance liquid chromatographic methods for the analysis and characterization of insulin and its degradation products in pharmaceutical preparations. J Chromatogr B Biomed Sci App. 2000;749:25–34.
Hess C, Thomas A, Thevis M, Stratmann B, Quester W, Tschoepe D, et al. Simultaneous determination and validated quantification of human insulin and its synthetic analogues in human blood serum by immunoaffinity purification and liquid chromatography-mass spectrometry. Anal Bioanal Chem. 2012;404:1813–22.
Marcuard SP, Dunham B, Hobbs A, Caro JF. Availability of insulin from total parenteral nutrition solutions. JPEN J Parenter Enteral Nutr. 1990;14:262–4.
Martínez-Subiela S, Cerón JJ. Effects of hemolysis, lipemia, hyperbilirrubinemia, and anticoagulants in canine C-reactive protein, serum amyloid A, and ceruloplasmin assays. Can Vet J. 2005;46:625–9.
Owen WE, Roberts WL. Cross-reactivity of three recombinant insulin analogs with five commercial insulin immunoassays. Clin Chem. 2004;50:257–9.
Heurtault B, Reix N, Meyer N, Gasser F, Wendling M-J, Ratomponirina C, et al. Extensive study of human insulin immunoassays: promises and pitfalls for insulin analogue detection and quantification. Clin Chem Lab Med. 2014;52:355–62.
Manley SE, Stratton IM, Clark PM, Luzio SD. Comparison of 11 human insulin assays: implications for clinical investigation and research. Clin Chem. 2007;53:922–32.
Agin A, Jeandidier N, Gasser F, Grucker D, Sapin R. Use of insulin immunoassays in clinical studies involving rapid-acting insulin analogues: bi-insulin IRMA preliminary assessment. Clin Chem Lab Med. 2006;44:1379–82.
Sapin R, Le Galudec V, Gasser F, Pinget M, Grucker D. Elecsys insulin assay: free insulin determination and the absence of cross-reactivity with insulin lispro. Clin Chem. 2001;47:602–5.
Cassidy JP, Luzio SD, Marino MT, Baughman RA. Quantification of human serum insulin concentrations in clinical pharmacokinetic or bioequivalence studies: what defines the “best method”? Clin Chem Lab Med. 2012;50:663–6.
Levy-Marchal C, Bridel MP, Sodoyez-Goffaux F, Koch M, Tichet J, Czernichow P, et al. Superiority of radiobinding assay over ELISA for detection of IAAs in newly diagnosed type I diabetic children. Diabetes Care. 1991;14:61–3.
Hubert P, Nguyen-Huu J-J, Boulanger B, Chapuzet E, Chiap P, Cohen N, et al. Harmonization of strategies for the validation of quantitative analytical procedures. A SFSTP proposal—part II. J. Pharm. Biomed. Anal. 2007;45:70–81.
COFRAC. SH GTA 04 Guide technique d’accréditation de vérification (portée A)/validation (portée B) des méthodes en biologie médicale [Internet]. 2011 [cited 2017 Jan 10]. Available from: https://www.cofrac.fr/documentation/SH-GTA-04.
Kelley M, DeSilva B. Key elements of bioanalytical method validation for macromolecules. AAPS J. 2007;9:E156–63.
Christianson MA, Schwartz MW, Suzuki N. Determinants of insulin availability in parenteral nutrition solutions. JPEN J Parenter Enteral Nutr. 2006;30:6–9.
Ciszewska M, Knyt A, Kopec B, Pertkiewicz M. Insulin availability from all in one and fat-free nutrients admixtures. Clin Nutr. 1994;13(Supplement 1):56.
Sapin R. Interferences in immunoassays: mechanisms and outcomes in endocrinology. Ann Endocrinol. 2008;69:415–25.
Ichikawa E, Kimura M, Mori H, Yamazaki F, Hirano K. Apparent increase of insulin peak area in HPLC analysis of a preparation consisting of a mixture of insulin and total parenteral nutrition. Chem Pharm Bull (Tokyo). 2006;54:1196–9.
Saracevic A, Nikolac N, Simundic A-M. The evaluation and comparison of consecutive high speed centrifugation and LipoClear® reagent for lipemia removal. Clin Biochem. 2014;47:309–14.
Livesey JH, Donald RA. Prevention of adsorption losses during radioimmunoassay of polypeptide hormones: effectiveness of albumins, gelatin, caseins, Tween 20 and plasma. Clin Chim Acta Int J Clin Chem. 1982;123:193–8.
Andersen L, Jørgensen PN, Jensen LB, Walsh D. A new insulin immunoassay specific for the rapid-acting insulin analog, insulin aspart, suitable for bioavailability, bioequivalence, and pharmacokinetic studies. Clin Biochem. 2000;33:627–33.