Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Tần suất cao của trypanosome ở cáo châu Âu được phát hiện bằng cách sử dụng ITS-PCR
Tóm tắt
Động vật hoang dã có thể là nguồn và bể chứa quan trọng cho các tác nhân gây bệnh. Nhiễm trypanosome phổ biến ở nhiều loài động vật có vú và có thể gây bệnh ở một số loài. Các công cụ phát hiện phân tử đã được sử dụng để đo lường sự phổ biến của trypanosome trong một quần thể cáo châu Âu hoang dã (Meles meles) đã được nghiên cứu kỹ lưỡng. Một hệ thống ITS-PCR nested, nhắm vào locus gen RNA ribosomal, đã được sử dụng rộng rãi để phát hiện trypanosome gây bệnh ở người và động vật trong động vật nuôi ở châu Phi và một số động vật hoang dã. Mẫu từ một nghiên cứu dài hạn được tài trợ bởi DEFRA về việc bắt - đánh dấu - thu hồi cáo hoang dã tại Woodchester Park (Gloucestershire, Tây Nam nước Anh) đã được điều tra để xác định tần suất trypanosome. Tổng cộng 82 mẫu máu của cáo đã được kiểm tra bằng phương pháp ITS-PCR nested. Hai mươi chín mẫu được phát hiện dương tính với trypanosome, cho thấy tần suất là 35,4 % (25,9 % - 46,2 %; 95 % CI). Không có mối liên hệ nào được tìm thấy giữa nhiễm trypanosome với tình trạng của cáo, giới tính hoặc tuổi tác. Phân tích dữ liệu trình tự DNA cho thấy các cáo bị nhiễm Trypanosoma (Megatrypanum) pestanai và phân tích hệ phả hệ cho thấy trypanosome của cáo Woodchester và T. pestanai nằm trong nhánh Megatrypanum. Những kết quả này cho thấy ITS Nested PCR là công cụ hiệu quả để chẩn đoán nhiễm trypanosome ở cáo và gợi ý rằng nó có thể được sử dụng rộng rãi trên các loài động vật hoang dã có trypanosome chưa biết hoặc nhiễm trùng hỗn hợp. Tần suất tương đối cao được quan sát thấy ở những cáo này dấy lên khả năng rằng một tỷ lệ đáng kể cáo ở Vương quốc Anh bị nhiễm tự nhiên trypanosome.
Từ khóa
#trypanosome #cáo châu Âu #ITS-PCR #động vật hoang dã #nhiễm trùngTài liệu tham khảo
Hamilton PB, Stevens JR, Gaunt MW, Gidley J, Gibson WC. Trypanosomes are monophyletic: evidence from genes for glyceraldehyde phosphate dehydrogenase and small subunit ribosomal RNA. Int J Parasitol. 2004;34:1393–404.
Lizundia R, Newman C, Buesching CD, Ngugi D, Blake D, Sin WY, et al. Evidence for a role of the host-specific flea (Paraceras melis) in the transmission of Trypanosoma (Megatrypanum) pestanai to the Europian Badger. PLoS One. 2011;6:e16977.
Pearce MA, Neal C. Trypanosoma (Megatrypanum) pestanai in British badgers (Meles meles). Int J Parasitol. 1973;4:439–40.
Macdonald DW, Anwar M, Newman C, Woodroffe R, Johnson PJ. Inter-annual differences in the age-related prevalences of Babesia and Trypanosoma parasites of European badgers (Meles meles). J Zool. 1999;247:65–70.
Hide G, Tait A. Molecular epidemiology of African sleeping sickness. Parasitology. 2009;136:1491–500.
Ahmed HA, MacLeod ET, Hide G, Welburn SC, Picozzi K. The best practice for preparation of samples from FTAcards for diagnosis of blood borne infections using African trypanosomes as a model system. Parasit Vectors. 2011;4:68.
Cox A, Tilley A, McOdimba F, Fyfe J, Hide G, Welburn SC. A PCR based assay for detection and differentiation of African trypanosome species in blood. Exp Parasitol. 2005;111:24–9.
Cox AP, Tosas O, Tilley A, Picozzi K, Coleman P, Hide G, et al. Constraints to estimating the prevalence of trypanosome infections in East African zebu cattle. Parasit Vectors. 2010;3:82.
Haag J, O’hUigin C, Overath P. The molecular phylogeny of trypanosomes: evidence for an early divergence of the Salivaria. Mol Biochem Parasitol. 1998;91:37–49.
Maslov DA, Lukes J, Jirku M, Simpson L. Phylogeny of trypanosomes as inferred from the small and large subunit rRNAs: implications for the evolution of parasitism in the trypanosomatid protozoa. Mol Biochem Parasitol. 1996;75:197–205.
Viola LB, Almeida RS, Ferreira RC, Campaner M, Takata CS, Rodrigues AC, et al. Evolutionary history of trypanosomes from South American caiman (Caiman yacare) and African crocodiles inferred by phylogenetic analyses using SSU rDNA and gGAPDH genes. Parasitology. 2009;136:55–65.
Delahay R, Frolich K. Absence of antibodies against canine distemper virus in free-ranging populations of the Eurasian badger in Great Britain. J Wildl Dis. 2000;36:576–9.
Rogers LM, Delahay R, Cheeseman CL, Langton S, Smith GC, Clifton-Hadley RS. Movement of badgers (Meles meles) in a high-density population: individual, population and disease effects. Proc Biol Sci. 1998;265:1269–76.
Peig J, Green AJ. New perspectives for estimating body condition from mass/length data: the scaled mass index as an alternative method. Oikos. 2009;118:1883–91.
Peig J, Green AJ. The paradigm of body condition: a critical reappraisal of current methods based on mass and length. Funct Ecol. 2010;24:1323–32.
Bajnok J, Boyce K, Rogan MT, Craig PS, Lun ZR, Hide G. Prevalence of Toxoplasma gondii in localized populations of Apodemus sylvaticus is linked to population genotype not to population location. Parasitology. 2015;142:680–90.
Gadagkar SR, Rosenberg MS, Kumar S. Inferring species phylogenies from multiple genes: concatenated sequence tree versus consensus gene tree. J Exp Zool B Mol Dev Evol. 2005;304:64–74.
Ahmed HA, Picozzi K, Welburn SC, Macleod ET. A comparative evaluation of PCR-based methods for species-specific determination of African animal trypanosomes in Ugandan cattle. Parasit Vectors. 2013;6:316.
Hamill LC, Kaare MT, Welburn SC, Picozzi K. Domestic pigs as potential reservoirs of human and animal trypanosomiasis in Northern Tanzania. Parasit Vectors. 2013;6:322.
Simo G, Mbida Mbida JA, Ebo’o Evenga V, Asonganyi T, Njiokou F, Grebaut P. Challenges towards the elimination of Human African Trypanosomiasis in the sleeping sickness focus of Campo in southern Cameroon. Parasit Vectors. 2014;7:374.