Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Peptid glucagon giống như 1 ngăn chặn sự phát triển của phình động mạch chủ bụng ở chuột
Tóm tắt
Để chứng minh tác dụng bảo vệ của tín hiệu peptid glucagon giống như 1 (GLP-1) đối với hệ thống tim mạch, chúng tôi đã tiến hành nghiên cứu này để chỉ ra rằng analog của thụ thể GLP-1 (lixisenatide) có thể ức chế sự phát triển của phình động mạch chủ bụng (AAA) ở chuột. Lixisenatide được tiêm dưới da 7 ngày sau khi chuẩn bị phình động mạch. Chúng tôi đã đánh giá sự thể hiện của các loại oxy phản ứng (ROS) bằng cách nhuộm dihydroethidium và 8-hydroxydeoxyguanosine (8-OHdG; sản phẩm oxy hóa của DNA) qua nhuộm miễn dịch huỳnh quang. Chúng tôi cũng phân tích tác động của tín hiệu GLP-1 đối với phản ứng viêm. Kiểm tra mô bệnh lý được thực hiện vào ngày 28, và tỷ lệ giãn nở AAA được tính toán. Vào ngày 14, sự thể hiện ROS và các tế bào dương tính với 8-OHdG trong thành động mạch đã được thấy là giảm đáng kể do điều trị lixisenatide. Phân tích Western blot cho thấy sự giảm biểu hiện ERK. Có sự giảm rõ rệt về biểu hiện mRNA của yếu tố hoại tử khối u-α (TNF-α) trong thành động mạch và sự thẩm thấu của các tế bào CD68 dương tính trong thành phình động mạch. Vào ngày 28, rõ ràng là lixisenatide đã làm giảm đáng kể sự phát triển của phình động mạch ở chuột. Tăng cường GLP-1 ức chế sự phát triển AAA ở chuột thông qua các tác động chống oxy hóa và chống viêm của nó. Do đó, GLP-1 có thể là một mục tiêu dược lý tiềm năng trong điều trị AAA.
Từ khóa
#glucagon-like peptide 1 #phình động mạch chủ bụng #lixisenatide #tế bào CD68 #ROS #viêm #điều trị AAATài liệu tham khảo
Ayabe N, Babaev VR, Tang Y, Tanizawa T, Fogo AB, Linton MF, et al. Transiently heightened angiotensin II has distinct effects on atherosclerosis and aneurysm formation in hyperlipidemic mice. Atherosclerosis. 2006;184:312–21.
Thompson RW, Holmes DR, Mertens RA, Liao S, Botney MD, Mecham RP, Welgus HG, Parks WC. Production and localization of 92-kilodalton gelatinase in abdominal aortic aneurysms. An elastolytic metalloproteinase expressed by aneurysm-infiltrating macrophages. J Clin Invest. 1995;96:318–26.
Freestone T, Turner RJ, Coady A, Higman DJ, Greenhalgh RM, Powell JT. Inflammation and matrix metalloproteinases in the enlarging abdominal aortic aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 1995;15:1145–51.
Pyo R, Lee JK, Shipley JM, Curci JA, Mao D, Ziporin SJ, et al. Targeted gene disruption of matrix metalloproteinase-9 (gelatinase B) suppresses development of experimental abdominal aortic aneurysms. J Clin Invest. 2000;105:1641–9.
Molacek J, Mares J, Treska V, Houdek K, Baxa J. Proteomic analysis of the abdominal aortic aneurysm wall. Surg Today. 2014;44(1):142–51.
Miller FJ Jr, Sharp WJ, Fang X, Oberley LW, Oberley TD, Weintraub NL. Oxidative stress in human abdominal aortic aneurysms: a potential mediator of aneurysmal remodeling. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2002;22:560–5.
Thomas M, Gavrila D, McCormick ML, Miller FJ Jr, Daugherty A, Cassis LA, et al. Deletion of p47phox attenuates angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysm formation in apolipoprotein E-deficient mice. Circulation. 2006;114:404–13.
McCormick ML, Gavrila D, Weintraub NL. Role of oxidative stress in the pathogenesis of abdominal aortic aneurysms. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2007;27:461–9.
Gavrila D, Li WG, McCormick ML, Thomas M, Daugherty A, Cassis LA, et al. Vitamin E inhibits abdominal aortic aneurysm formation in angiotensin II-infused apolipoprotein E-deficient mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2005;25:1671–7.
Tanaka A, Hasegawa T, Morimoto K, Bao W, Yu J, Okita Y, et al. Controlled release of ascorbic acid from gelatin hydrogel attenuates abdominal aortic aneurysm formation in rat experimental abdominal aortic aneurysm model. J Vasc Surg. 2014;60:749–58.
Xiong W, Mactaggart J, Knispel R, Worth J, Zhu Z, Li Y, et al. Inhibition of reactive oxygen species attenuates aneurysm formation in a murine model. Atherosclerosis. 2009;202:128–34.
Morimoto K, Hasegawa T, Tanaka A, Wulan B, Yu J, Morimoto N, et al. Free-radical scavenger edaravone inhibits both formation and development of abdominal aortic aneurysm in rats. J Vasc Surg. 2012;55:1749–58.
Holscher C. The incretin hormones glucagon-like peptide 1 and glucose-dependent insulinotropic polypeptide are neuroprotective in mouse models of Alzheimer’s disease. Alzheimers Dement. 2014;10:S47–54.
Tanaka A, Hasegawa T, Chen Z, Okita Y, Okada K. A novel rat model of abdominal aortic aneurysm using a combination of intraluminal elastase infusion and extraluminal calcium chloride exposure. J Vasc Surg. 2009;50:1423–32.
Cai HY, Holscher C, Yue XH, Zhang SX, Wang XH, Qiao F, et al. Lixisenatide rescues spatial memory and synaptic plasticity from amyloid beta protein-induced impairments in rats. Neuroscience. 2014;277C:6–13.
Hunter K, Holscher C. Drugs developed to treat diabetes, liraglutide and lixisenatide, cross the blood brain barrier and enhance neurogenesis. BMC Neurosci. 2012;13:33.
Werner U, Haschke G, Herling AW, Kramer W. Pharmacological profile of lixisenatide: a new GLP-1 receptor agonist for the treatment of type 2 diabetes. Regul Pept. 2010;164:58–64.
Wohlfart P, Linz W, Hubschle T, Linz D, Huber J, Hess S, et al. Cardioprotective effects of lixisenatide in rat myocardial ischemia-reperfusion injury studies. J Transl Med. 2013;11:84.
Miller FJ Jr, Gutterman DD, Rios CD, Heistad DD, Davidson BL. Superoxide production in vascular smooth muscle contributes to oxidative stress and impaired relaxation in atherosclerosis. Circ Res. 1998;82:1298–305.
Kishi T, Hirooka Y, Kimura Y, Ito K, Shimokawa H, Takeshita A. Increased reactive oxygen species in rostral ventrolateral medulla contribute to neural mechanisms of hypertension in stroke-prone spontaneously hypertensive rats. Circulation. 2004;109:2357–62.
Kaulmann A, Bohn T. Carotenoids, inflammation, and oxidative stress—implications of cellular signaling pathways and relation to chronic disease prevention. Nutr Res. 2014;34:907–29.
Guyton KZ, Liu Y, Gorospe M, Xu Q, Holbrook NJ. Activation of mitogen-activated protein kinase by H2O2. Role in cell survival following oxidant injury. J Biol Chem. 1996;271:4138–42.
Torres M, Forman HJ. Redox signaling and the MAP kinase pathways. BioFactors. 2003;17:287–96.
Yoshizumi M, Tsuchiya K, Tamaki T. Signal transduction of reactive oxygen species and mitogen-activated protein kinases in cardiovascular disease. J Med Invest. 2001;48:11–24.
Ehrlichman LK, Ford JW, Roelofs KJ, Tedeschi-Filho W, Futchko JS, Ramacciotti E, et al. Gender-dependent differential phosphorylation in the ERK signaling pathway is associated with increased MMP2 activity in rat aortic smooth muscle cells. J Surg Res. 2010;160:18–24.
Ghosh A, DiMusto PD, Ehrlichman LK, Sadiq O, McEvoy B, Futchko JS, et al. The role of extracellular signal-related kinase during abdominal aortic aneurysm formation. J Am Coll Surg. 2012;215:668–80.
Zhang F, Banker G, Liu X, Suwanabol PA, Lengfeld J, Yamanouchi D, et al. The novel function of advanced glycation end products in regulation of MMP-9 production. J Surg Res. 2011;171:871–6.
Kim JY, Kim WJ, Kim H, Suk K, Lee WH. The Stimulation of CD147 Induces MMP-9 Expression through ERK and NF-kappaB in Macrophages: implication for Atherosclerosis. Immune Netw. 2009;9:90–7.
Liang KC, Lee CW, Lin WN, Lin CC, Wu CB, Luo SF, et al. Interleukin-1beta induces MMP-9 expression via p42/p44 MAPK, p38 MAPK, JNK, and nuclear factor-kappaB signaling pathways in human tracheal smooth muscle cells. J Cell Physiol. 2007;211:759–70.
Moon SK, Cha BY, Kim CH. ERK1/2 mediates TNF-alpha-induced matrix metalloproteinase-9 expression in human vascular smooth muscle cells via the regulation of NF-kappaB and AP-1: involvement of the ras dependent pathway. J Cell Physiol. 2004;198:417–27.
Yoshimura K, Aoki H, Ikeda Y, Fujii K, Akiyama N, Furutani A, et al. Regression of abdominal aortic aneurysm by inhibition of c-Jun N-terminal kinase. Nat Med. 2005;11:1330–8.