Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Sự hình thành các loại oxy hoạt tính (AOS) và sự kích thích hoạt động của β-Glucanase do chất kích thích nấm xylanase trong các tế bào nuôi cấy treo của cây thuốc lá
Tóm tắt
Nghiên cứu đã chỉ ra rằng các loại oxy hoạt tính (AOS) tham gia vào phản ứng phòng thủ của thực vật được kích thích bởi chất kích thích nấm xylanase. Khi xylanase từ nấm Trichoderma viridae được áp dụng cho các tế bào nuôi cấy treo của cây thuốc lá như một chất kích thích, hoạt động của β-glucanase đã tăng rõ rệt. Tổng hợp lignin cũng tăng lên và đạt đỉnh sau 72 giờ điều trị với xylanase. Việc xử lý bằng H2O2 cũng làm tăng đáng kể hoạt động của β-glucanase sau 24 giờ, sớm hơn nhiều so với xylanase. Sử dụng phương pháp huỳnh quang phụ thuộc vào lucigenin và luminol, ảnh hưởng của xylanase lên sự bùng nổ oxy hóa đã được kiểm tra. Sự sản xuất anion superoxide (O2) đạt đỉnh ở 40 giờ và 52 giờ sau khi điều trị xylanase, và sự giải phóng hydrogen peroxide (H2O2) đạt đỉnh ở 44 giờ và 56 giờ, cho thấy sự bùng nổ H2O2 xảy ra sau sự tạo ra O2. Các chất quang thể của AOS, n-propyl gallate (PG) và mannitol, đã ức chế hoạt động β-glucanase do xylanase kích thích lần lượt là 85% và 50%. Hoạt động của superoxide dismutase (SOD), enzyme xúc tác sự phân tách O2 thành H2O2, bắt đầu tăng từ 24 giờ và đạt tối đa ở 48 giờ sau khi điều trị với xylanase. Việc xử lý bằng N,N-diethyldithiocarbamate (DDC), một chất ức chế SOD, gây ra sự ức chế sự tạo thành H2O2 lên tới 80% và làm giảm hoạt động β-glucanase tới 60%. Xử lý bằng 2,5-norbonadiene (NBD), một chất ức chế tác động của ethylene cụ thể, không có ảnh hưởng đáng kể nào đến hoạt động β-glucanase do xylanase kích thích. Kết quả này gợi ý rằng ethylene không tham gia vào phản ứng kích thích do xylanase. Kết quả của chúng tôi mạnh mẽ gợi ý rằng sự tạo thành AOS là một thành phần thiết yếu trong phản ứng phòng thủ của thực vật, trong đó enzyme phân hủy thành tế bào, glucanase, góp phần loại bỏ tế bào hoại tử gây ra bởi các tác nhân gây bệnh.
Từ khóa
#oxy hoạt tính #AOS #β-glucanase #nấm #xylanase #phòng thủ thực vật #Trichoderma viridaeTài liệu tham khảo
Abeles, F.B., andL.E. Forrence. 1970. Thermal and hormonal control of β-1,3 glucanase inPhaseolus vulgaris L.Plant Physiol. 45: 395–400.
Adam, A., T. Farkas, G. Sonlyai, M. Heveso and Z. Kiraly. 1989. Consequence of O2 generating during a bacterially induced hypersensitive reaction in tobacco: Deterioration of membrane lipids.Physiol. Mol. Plant Pathol. 34: 13–26.
Avni, A.A., A.K. Mattoo, andJ.D. Anderson. 1994. Induction of ethylene biosynthesis inNicotiana tabacum by aTrichoderma viride xylanase is correlated to the accumulation of 1-aminocyclopropane-l-car-boxvlic acid (ACC) synthase and ACC oxidase transcripts.Plant Physiol. 106: 1049–1055.
Boiler, T. 1990. Ethylene in pathogenesis and disease resistance.In The Plant Hormone Ethylene. CRC Press, pp. 293–314.
Bradley, D.J., P. Kjellbom and C.J. Lamb. 1992. Elicitor and wound induced oxidative crosslinking of a proline-rich plant cell wall protein: a novel, rapid defense response.Cell 70: 21–30.
Brummell D.A., C.R. Bird, W. Schuch, andA.B. Bennett. 1997. An endo-l,4-beta-glucanase expressed at high levels in rapidly expanding tissues.Plant Mol. Biol. 33: 87–95.
Corbisier, P., A. Houbion and J. Remade. 1987. A new technique for highly sensitive detection of superoxide dismutase activity by chemiluminescence.Anal. Biochem. 164: 240–247.
Dean, J.F.D., C. Gross and J.D. Anderson. 1991. Purification and physical characterization of the enzyme produced byTrichoderma viridae.Plant Physiol. 95: 316–323.
Degousee, N., C. Triantaphylides and J.L. Montillet. 1994. Involvement of oxidative process in the signalling mechanisms leading to the activation of gly-ceollin synthesis in soybean (Glycine max).Plant Physiol. 104: 945–952.
Ecker, J.R., andR.W. Davis. 1987. Plant defense genes are regulated by ethylene.Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 84: 5202–5206.
Estrella, R.V., E. Blumwald and V.J. Higgins. 1992 Effect of specific elicitors ofCladosporium j’ulvum on tomato suspension cells: evidence for the involvement of active oxygen species.Plant Physiol. 99: 1208–1215.
Freudenberg, K. 1965. Lignin: its constitution and formation from p-hydroxylcinnamyl alcohols.Science 148: 595–600.
Green, R., andR. Fluhr. 1995. UV-B induced PR-1 accumulation is mediated by active oxygen species.Plant Cell 7: 203–212.
Kacperska, A., andM.K. zebalska. 1989. Formation of stress ethylene depends both on ACC synthesis and on the activity of free radical-generating system.Physiol. Plant. 77: 231–237.
Kauffmann, S., M. Legrand, P. Geoffrey and B. Fritig. 1987. Biological function of “pathogenesis-related” protein: four its proteins of tobacco have β-glucanase activity.EMBO.J. 11: 3209–3212.
Lamb, C.J., M.A. Lawton, M. Dron and R.A. Dixon. 1989. Signals and transduction mechanisms for acyivation of plant defenses against microbial attack.Cell 56: 215–224.
Latt, D., andL.C. Vanloon. 1982. Regulation of ethylene biosynthesis in virus infected tobacco leaves.Plant Physiol. 69: 240–245.
Legrand, M., S. Kauffmann, P. Geoffroy and B. Fritig. 1987. Biological function of “pathogenesis-related proteins”Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 84: 6750–6754.
Levine, A., R. Tenhaken, R. Dixon and C. Lamb. 1994. H2O2 from the oxidative burst orchestrates the plant hypersensitive disease resistance response.Cell 79: 583–593.
Mauch, F., L.A. Hadwiger and T. Boiler. 1984. Ethylene: symptom, not signal for the induction of chi-tinase and β-1,3 glucanase in pea pods by pathogens and elicitors.Plant Physiol. 32: 247–253.
McCord, J.M., andI. Fridovich. 1969. Superoxide dismutase an enzymatic formation for erythrocuprein (hemocuprein).J. Biol. Chem. 244: 6049–6055.
Mehdy, M. 1994. Active oxygen species in plant defense against pathogens.Plant Physiol. 105: 467–472.
Murphy, T.M., A.J. Huerta. 1990. Hydrogen peroxide formation in cultured rose cells in response to UV-C radiation.Physiol. Plant. 78: 247–253.
Ohashi, Y., andM. Matsuoka. 1987. Induction and secretion of pathogenesis-related proteins by salicylate or plant hormones in tobacco suspension cultures.Plant Cell Physiol. 28: 573–580.
Paradies, I., J.R. Konze and E.F. Elstner. 1980. Ethy lene: indicator but not inducer of phytoalexin synthesis in soybean.Plant Physiol. 66: 1106–1109.
Raz, V., andR. Fluhr. 1992. Calcium requirement for ethylene-dependent responses.Plant Cell 4: 1123–1130.
Raz, V., andR. Fluhr. 1993. Ethylene signal is transduced via protein phosphorylation events in plants.Plant Cell 5: 523–530.
Robertson, D., D.R. Davies, C. Gerrish, S.C. Jupe and P. Bolwell. 1995. Rapid changes in oxidative metabolism as a consequence of elicitor treatment of suspension-cultured cells of French bean (Phaseolus vulgaris)Plant Mol. Biol. 26: 59–67.
Tiedemann, A.V. 1997. Evidence for a primary role of active oxygen species in induction of host cell death during infection of bean leaves withBotrytis cinerea.Physiol. Mol. Plant Phathol. 50: 151–166.
Whetten, R., andR. Sedeff. 1995. Lignin biosynthesis.Plant Cell 7: 1001–1013.
Whitmore, F.W. 1978. Lignin-carbohydrate complex formed in isolated cell walls of callus.Phytochem. 17: 421–425.
Wray, J.L. 1992. Systemic acquired resistance: an inducible defence mechanism in plants.In Inducible plant proteins: their biochemistry and molecular biology, Ryal, J.. E. Ward and LP. Metraux (eds.). Cambridge University Press, pp. 205–229.
Yang, S.F., andN.E. Hoffmann. 1984. Ethylene biosynthesis and its regulation in higher plants.Annu. Rev. Plant Physiol. 35: 155–189.