Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Phân tích phần tử hữu hạn về trạng thái cơ học của các tế bào osteoclast dưới ứng suất cắt chất lỏng theo градиênt
Tóm tắt
Tải cơ học, chẳng hạn như ứng suất cắt chất lỏng (FSS), được coi là yếu tố chính điều chỉnh các phản ứng sinh học của tế bào xương. Các nghiên cứu trước đây của chúng tôi đã chứng minh rằng tiên chất osteoclast RAW264.7 di chuyển về phía vùng có FSS thấp dưới bầu không khí FSS gradient bằng cách sử dụng buồng dòng hình nón và đĩa, trong đó FSS ở vùng ngoài lớn hơn so với vùng trong dọc theo phương hướng phí. Việc phân bố FSS trên một tế bào có phụ thuộc vào hướng gradient của trường FSS hay không cần được làm rõ để giải thích quan sát thực nghiệm này. Trong nghiên cứu này, các mô hình phần tử hữu hạn của các tế bào phân bố rời rạc hoặc xếp chặt dính vào đáy buồng dòng hình nón và đĩa được xây dựng, và các tế bào được coi như một chất rắn Hookean đồng nhất có khả năng nén. Kết quả cho thấy FSS trung bình của mỗi tế bào phân bố rời rạc tại khu vực một phần tư cách xa trung tâm (SFC) cao hơn khoảng 0.1% so với khu vực một phần tư gần trung tâm (SNC). Trong các vùng có hướng khác nhau cho một tế bào, sự khác biệt tương đối giữa FSS trung bình ở SFC và SNC trở nên nhỏ hơn khi chiều cao băng tăng lên. Đối với các tế bào xếp chặt hình lục giác, giá trị tương đối của SFC và SNC tăng lên khi khoảng cách giữa các tế bào tăng. Sự khác biệt giữa FSS bề mặt cục bộ ở SFC và SNC có thể kích hoạt các kênh ion nhạy cảm cơ học và tiếp tục điều chỉnh sự di chuyển của các tiên chất osteoclast về phía vùng FSS thấp dưới trường FSS gradient.
Từ khóa
#ứng suất cắt chất lỏng #tế bào osteoclast #cơ học sinh học #mô hình phần tử hữu hạn #di chuyển tế bàoTài liệu tham khảo
Alcaraz J, Buscemi L, Grabulosa M, Trepat X, Fabry B, Farre R, Navajas D (2003) Microrheology of human lung epithelial cells measured by atomic force microscopy. Biophys J 84(3):2071–2079. https://doi.org/10.1016/S0006-3495(03)75014-0
Attard MM (2003) Finite strain––isotropic hyperelasticity. Int J Solids Struct 40(17):4353–4378. https://doi.org/10.1016/S0020-7683(03)00217-8
Bilodeau GG (1992) Regular pyramid punch problem. J Appl Mech 59(3):519–523. https://doi.org/10.1115/1.2893754
Boudot C, Saidak Z, Boulanouar AK, Petit L, Gouilleux F, Massy Z, Brazier M, Mentaverri R, Kamel S (2010) Implication of the calcium sensing receptor and the phosphoinositide 3-kinase/Akt pathway in the extracellular calcium-mediated migration of RAW 264.7 osteoclast precursor cells. Bone 46(5):1416–1423. https://doi.org/10.1016/j.bone.2010.01.383
Cox DB (1962) Radial flow in the cone-plate viscometer. Nature 193:670
Evans E, Kukan B (1984) Passive material behavior of granulocytes based on large deformation and recovery after deformation tests. Blood 64(5):1028–1035. https://doi.org/10.1182/blood.V64.5.1028.1028
Fabry B, Maksym GN, Butler JP, Glogauer M, Navajas D, Fredberg JJ (2001) Scaling the microrheology of living cells. Phys Rev Lett 87(14):148102. https://doi.org/10.1103/PhysRevLett.87.148102
Gao Y, Li TY, Sun Q, Huo B (2019a) Gradient fluid shear stress regulates migration of osteoclast precursors. Cell Adhes Migr 13(1):183–191. https://doi.org/10.1080/19336918.2019.1619433
Gao Y, Li TY, Sun Q, Ye CY, Guo MM, Chen ZB, Chen J, Huo B (2019b) Migration and differentiation of osteoclast precursors under gradient fluid shear stress. Biomech Model Mechanobiol 18(6):1731–1744. https://doi.org/10.1007/s10237-019-01171-z
George D, Allena R, Rémond Y (2018) A multiphysics stimulus for continuum mechanics bone remodeling. Math Mech Complex Syst 6(4):307–319. https://doi.org/10.2140/memocs.2018.6.307
George D, Allena R, Bourzac C, Pallu S, Bensidhoum M, Portier H, Rémond Y (2020) A new comprehensive approach for bone remodeling under medium and high mechanical load based on cellular activity. Math Mech Complex Syst 8(4):287–306. https://doi.org/10.2140/memocs.2020.8.287
Giorgio I, Spagnuolo M, Andreaus U, Scerrato D, Bersani AM (2020) In-depth gaze at the astonishing mechanical behavior of bone: a review for designing bio-inspired hierarchical metamaterials. Math Mech Solids 26(7):1074–1103. https://doi.org/10.1177/1081286520978516
Grover WH, Bryan AK, Diez-Silva M, Suresh S, Higgins JM, Manalis SR (2011) Density-measuring single-cell density. Proc Natl Acad Sci USA 108(27):10992–10996. https://doi.org/10.1073/pnas.1104651108
Guilak F, Mow VC (2000) The mechanical environment of the chondrocyte: a biphasic nite element model of cell matrix interactions in articular cartilage. J Biomech Eng 130(6):061009. https://doi.org/10.1115/1.2978991
Ishii M, Kikuta J, Shimazu Y, Meier-Schellersheim M, Germain RN (2010) Chemorepulsion by blood S1P regulates osteoclast precursor mobilization and bone remodeling in vivo. J Exp Med 207(13):2793–2798. https://doi.org/10.1084/jem.20101474
Jones WR, Ting-Beall PH, Lee GM, Kelley SS, Hochmuth RM, Guilak F (1999) Alterations in the Young’s modulus and volumetric properties of chondrocytes isolated from normal and osteoarthritic human cartilage. J Biomech 32(2):119–127. https://doi.org/10.1016/s0021-9290(98)00166-3
Koay EJ, Shieh AC, Athanasiou KA (2003) Creep indentation of single cells. J Biomech Eng 125(3):334–341. https://doi.org/10.1115/1.1572517
Koizumi K, Saitoh Y, Minami T, Takeno N, Tsuneyama K, Miyahara T, Nakayama T, Sakurai H, Takano Y, Nishimura M, Imai T, Yoshie O, Saiki I (2009) Role of CX3CL1/fractalkine in osteoclast differentiation and bone resorption. J Immunol 183(12):7825–7831. https://doi.org/10.4049/jimmunol.0803627
Li P, Hu M, Sun S, Zhang Y, Gao Y, Long M, Huo B, Zhang D (2012) Fluid flow-induced calcium response in early or late differentiated osteoclasts. Ann Biomed Eng 40(9):1874–1883. https://doi.org/10.1007/s10439-012-0554-z
Li P, Liu C, Hu M, Long M, Zhang D, Huo B (2014) Fluid flow-induced calcium response in osteoclasts: signaling pathways. Ann Biomed Eng 42(6):1250–1260. https://doi.org/10.1007/s10439-014-0984-x
Li P, Bian X, Liu C, Wang S, Guo M, Tao Y, Huo B (2018) STIM1 and TRPV4 regulate fluid flow-induced calcium oscillation at early and late stages of osteoclast differentiation. Cell Calcium 71:45–52. https://doi.org/10.1016/j.ceca.2017.12.001
Liu CL, Li SN, Ji BH, Huo B (2014) Flow-induced migration of osteoclasts and regulations of calcium signaling pathways. Cell Mol Bioeng 8(1):213–223. https://doi.org/10.1007/s12195-014-0372-5
Mahaffy RE, Shih CK, MacKintosh FC, Kas J (2000) Scanning probe-based frequency-dependent microrheology of polymer gels and biological cells. Phys Rev Lett 85(4):880–883. https://doi.org/10.1103/PhysRevLett.85.880
Maksym GN, Fabry B, Butler JP, Navajas D, Tschumperlin DJ, Laporte JD, Fredberg JJ (2000) Mechanical properties of cultured human airway smooth muscle cells from 0.05 to 0.4 Hz. J Appl Physiol 89(4):1619–1632. https://doi.org/10.1152/jappl.2000.89.4.1619
McAllister TN, Du T, Frangos JA (2000) Fluid shear stress stimulates prostaglandin and nitric oxide release in bone marrow-derived preosteoclast-like cells. Biochem Biophys Res CO 270(2):643–648. https://doi.org/10.1006/bbrc.2000.2467
McGarry, JG, Prendergast, PJ (2004) A three-dimensional finite element model of an adherent eukaryotic cell. Eur Cells Mater 16(7):27–34. https://doi.org/10.22203/eCM.v007a03
Mijailovich SM, Kojic M, Zivkovic M, Fabry B, Fredberg JJ (2002) A finite element model of cell deformation during magnetic bead twisting. J Appl Physiol 93(4):1429–1436. https://doi.org/10.1152/japplphysiol.00255.2002
Petersen NO, McConnaughey WB, Elson EL (1982) Dependence of locally measured cellular deformability on position on the cell. Proc Natl Acad Sci USA 79(17):5327–5331. https://doi.org/10.1073/pnas.79.17.5327
Robling AG, Castillo AB, Turner CH (2006) Biomechanical and molecular regulation of bone remodeling. Annu Rev Biomed Eng 8:455–498. https://doi.org/10.1146/annurev.bioeng.8.061505.095721
Sdougos HP, Bussolari SR, Dewey CF (2006) Secondary flow and turbulence in a cone-and-plate device. J Fluid Mech 138:379–404. https://doi.org/10.1017/s0022112084000161
Sebastian JM, Franziska W, Carina B, Christian B, Albrecht K, Gekle S (2020) A hyperelastic model for simulating cells in flow. Biomech Model Mechanobiol 20(2):509–520. https://doi.org/10.1007/s10237-020-01397-2
Shieh AC, Athanasiou KA (2002) Biomechanics of single chondrocytes and osteoarthritis. Crit Rev Biomed Eng 30(4–6):307–343. https://doi.org/10.1615/critrevbiomedeng.v30.i456.40
Shieh AC, Athanasiou KA (2003) Principles of cell mechanics for cartilage tissue engineering. Ann Biomed Eng 31(1):1–11. https://doi.org/10.1114/1.1535415
Shin D, Athanasiou K (1999) Cytoindentation for obtaining cell biomechanical properties. J Orthop Res 17(6):880–890. https://doi.org/10.1002/jor.1100170613
Simo JC, Pister KS (1984) Remarks on rate constitutive equations for finite deformation problems: computational implications. Comput Methods Appl Mech Eng 46:201–205. https://doi.org/10.1016/0045-7825(84)90062-8
Theret DP, Levesque MJ, Sato M, Nerem RM, Wheeler LT (1988) The application of a homogeneous half-space model in the analysis of endothelial cell micropipette measurements. J Biomech Eng 110(3):190–199. https://doi.org/10.1115/1.3108430
Wheal BD, Beach RJ, Tanabe N, Dixon SJ, Sims SM (2014) Subcellular elevation of cytosolic free calcium is required for osteoclast migration. J Bone Miner Res 29(3):725–734. https://doi.org/10.1002/jbmr.2068
Xue F, Lennon AB, McKayed KK, Campbell VA, Prendergast PJ (2015) Effect of membrane stiffness and cytoskeletal element density on mechanical stimuli within cells: an analysis of the consequences of ageing in cells. Comput Methods Biomech Biomed Eng 18(5):468–476. https://doi.org/10.1080/10255842.2013.811234
Yan WW, Cai B, Liu Y, Fu BM (2012) Effects of wall shear stress and its gradient on tumor cell adhesion in curved microvessels. Biomech Model Mechan 11(5):641–653. https://doi.org/10.1007/s10237-011-0339-6
Ye CY, Ali S, Sun Q, Guo MM, Liu Y, Gao Y, Huo B (2019) Novel cone-and-plate flow chamber with controlled distribution of wall fluid shear stress. Comput Biol Med 106:140–148. https://doi.org/10.1016/j.compbiomed.2019.01.014
Yoshikawa N, Ariyoshi H, Ikeda M, Sakon M, Kawasaki T, Monden M (1997) Shear-stress causes polarized change in cytoplasmic calcium concentration in human umbilical vein endothelial cells. Cell Calcium 22(3):189–197. https://doi.org/10.1016/S0143-4160(97)90012-9