Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Sự không ổn định về biểu hiện gen ở các cây vi nhân giống ổn định về gen của Gardenia jasminoides Ellis
Tóm tắt
Gardenia jasminoides Ellis là một loại cây nhiệt đới thường xanh và rất được yêu thích bởi các nhà làm vườn trên toàn thế giới. Nhiều nghiên cứu đã ghi nhận rằng phương pháp vi nhân giống in vitro có thể được sử dụng để nhân giống vô tính G. jasminoides Ellis, tuy nhiên hiệu quả vẫn còn thấp. Hơn nữa, chưa có thông tin nào về độ trung thành về di truyền và epigen của các cây được nhân giống vi mô. Trong nghiên cứu này, chúng tôi báo cáo về một quy trình đơn giản để vi nhân giống hiệu quả cao G. jasminoides Ellis cv. “Kinberly” dựa trên việc tăng cường sự phân nhánh của các đầu chồi được sử dụng làm mẫu. Quy trình này bao gồm việc sử dụng lần lượt ba môi trường, cụ thể là môi trường kích thích nụ, môi trường kéo dài và môi trường kích thích rễ. Bằng cách sử dụng hai dấu phân tử, bao gồm đa hình chiều dài đoạn khuếch đại (AFLP) và đa hình nhạy cảm với metyl hóa (MSAP), chúng tôi đã phân tích độ ổn định về di truyền và mô hình metyl hóa DNA của 23 cây bình thường về mặt hình thái được chọn ngẫu nhiên từ một quần thể phụ (>100) của các cây được nhân giống vi mô có nguồn gốc từ một đầu chồi duy nhất. Chúng tôi phát hiện ra rằng trong số hơn 1,000 băng AFLP được ghi nhận ở 23 cây vi nhân giống, không có sự kiện biến dị di truyền nào được phát hiện. Ngược lại, trong số 750 băng MSAP được ghi nhận, có những thay đổi vừa phải nhưng rõ ràng trong một số mô hình metyl hóa DNA xảy ra ở phần lớn 23 cây được nhân giống vi mô. Các mô hình metyl hóa thay đổi liên quan đến cả vị trí CG và CHG, đại diện cho sự tứ phân hoặc vi phân, xảy ra mà không làm thay đổi mức độ metyl hóa tổng thể một phần là do sự thay đổi đồng thời giữa tứ phân và vi phân. Kết quả của chúng tôi chỉ ra rằng sự không ổn định epigen ở dạng các mô hình metyl hóa DNA có thể nhạy cảm với quy trình vi nhân giống in vitro đối với G. jasminoides Ellis, và cần được xem xét trong quá trình nhân giống thương mại quy mô lớn của loại cây này.
Từ khóa
#Gardenia jasminoides; vi nhân giống; không ổn định epigen; metyl hóa DNA; đa hình di truyềnTài liệu tham khảo
Ahuja MR (1987) In vitro propagation of poplar and aspen. Cell Tissue Cult For 3:207–223
Al-Juboory KH, Skirvin RM, Williams DJ (1998) Callus induction and adventitious shoot regeneration of Gardenia (Gardenia jasminoides Ellis) leaf explants. Sci Hortic 72:171–178
Bindiya K, Kanwar K (2003) Random amplified polymorphic DNA (RAPDs) markers for genetic analysis in micropropagated plants of Robinia pseudoacacia L. Euphytica 132:41–47
Cloutier S, Landry BS (1994) Molecular markers applied to plant tissue culture. In Vitro Cell Dev Biol Plant 30:32–39
Do GS, Seo BB, Ko JM, Lee SH, Pak JH, Kim IS, Song SD (1999) Analysis of somaclonal variation through tissue culture and chromosomal localization of rDNA sites by fluorescent in situ hybridization in wild Allium tuberosum and a regenerated variant. Plant Cell Tissue Organ Cult 57(2):113–119
Dong SK, Lee IS, Hyun DY, Jang CS, Song HS, Seo YW, Lee YI (2003) Detection of DNA instability induced from tissue culture and irradiation in Oryza sativa L. by RAPD analysis. J Plant Biotech 5(1):25–31
Fu XM, Zhou GX, Ge F, Lai XW, Zhu XL, Fan CS (2001) Survey of studies on Gardenia. Chin Wild Plant Resour 20(2):24–26
Gilman EF (1999) Gardenia jasminoides. Dissertation, University of Florida
Guo WL, Li YD, Gong L, Li FX, Dong YS, Liu B (2006) Efficient micropropagation of Robinia ambigua var. idahoensis (Idaho Locust) and detection of genomic variation by ISSR markers. Plant Cell Tissue Organ Cult 84:343–351
Hao YJ, Deng XX (2003) Genetically stable regeneration of apple plants from slow growt. Plant Cell Tissue Organ Cult 72:253–260
Kaeppler SM, Phillips RL (1993) Tissue culture-induced DNA methylation variation in maize. Proc Natl Acad Sci USA 90:8773–8776
Kubis SE, Castilho AMMF, Vershinin AV, Heslop-Harrison JS (2003) Retroelements, transposons and methylation status in the genome of oil palm (Elaeis guineensis) and the relationship to somaclonal variation. Plant Mol Biol 52(1):69–79
Larkin P, Scowcroft N (1981) Somaclonal variation—a novel source of variability from cell for plant improvement. Theor Appl Genet 60:197–214
Li YD, Guo WL, Liu XM, Shan XH, Li FX, Zhnag ZH, Liu B (2006) Efficient micropropagation of Japanese Photinia [Photinia glabra (Thunb.) Maxim.] retaining genetic and epigenetic stability. Propag Ornam Plants 6:149–155
Liang XM, Hu XM (2009) Shoot tip tissue culture and rapid propagation of Gardenia. J Anhui Agricult Sci 37:3949–3950
Lukens LN, Zhan S (2007) The plant genome’s methylation status and response to stress: implications for plant improvement. Curr Opin Plant Biol 10:317–322
McClelland M, Nelson M, Raschke E (1994) Effect of site-specific modification on restriction endonucleases and DNA modification methyltransferases. Nucleic Acids Res 22:3640–3659
Murashige T, Skoog F (1962) A revised medium for rapid growth and bioassay of tobacco tissue cultures. Physiol Plant 15:473–497
Polanco C, Ruiz ML (2002) AFLP analysis of somaclonal variation in Arabidopsis thaliana regenerated plants. Plant Sci 162:817–824
Predieri S (2001) Mutation induction and tissue culture in improving fruits. Plant Cell Tissue Organ Cult 64:185–210
Rahman MH, Rajora OP (2001) Microsatellite DNA somaclonal variation in micropropagated trembling aspen (Populus trimuloides). Plant Cell Rep 20:531–536
Reina-López GR, Simpson J, Ruiz-Herrera J (1997) Differences in DNA methylation patterns are detectable during the dimorphic transition of fungi by amplification of restriction polymorphism. Mol Gen Genomics 253:703–710
Ruiz ML, Rueda J, Peláez MI, Espino FJ, Candela M, Sendino AM, Vázquez AM (1992) Somatic embryogenesis plant regeneration and somaclonal variation in barley. Plant Cell Tissue Organ Cult 28:97–101
Sanal-Kumar P, Mathur VL (2004) Chromosomal instability in callus culture of Pisum sativum. Plant Cell Tissue Organ Cult 78:267–271
Soneji JR, Rao PS, Mhatre M (2002) Suitability of RAPD for analyzing spined and spineless variants and regenerants in pineapple (Ananas comosus L. Merr.). Plant Mol Biol Rep 20:307a–307i
Soniya EV, Banerjee NS, Das MR (2001) Genetic analysis of somaclonal variation among callus-derived plants of tomato. Curr Sci 80:9–10
Vendrame WA, Kochert GD, Wetzstein HY (1999) AFLP analysis of variation in pecan somatic embryos. Plant Cell Rep 18:853–857
Vendrame WA, Kochert GD, Wetzstein HY (2000) Field performance and molecular evaluations of pecan trees regenerated from somatic embryogenic cultures. J Am Soc Horticult Sci 125:542–546
Vos P, Hogers R, Bleeker M, Reijans M, Van De Lee T, Hornes M, Frijters A, Plot J, Peleman J, Kuiper M, Zabeau M (1995) AFLP: a new technique for DNA fingerprinting. Nucleic Acids Res 23:4407–4414
Wang PJ, Charles A (1991) Micropropagation through meristem culture. Biotechnol Agricult For 17:32–52
Wang YM, Dong ZY, Zhang ZJ, Lin XY, Shen Y, Zhou D, Liu B (2005) Extensive de Novo genomic variation in rice induced by introgression from wild rice (Zizania latifolia Griseb.). Genetics 170(4):1945–1956
Wilhelm E (2000) Somatic embryogenesis in oak (Quercus spp.). In vitro cellular and developmental. Biology Plant 36:349–357
Xiong LZ, Xu CG, Saghai Maroof MA, Zhang Q (1999) Patterns of cytosine methylation in an elite rice hybrid and its parental lines, detected by a methylation-sensitive amplification polymorphism technique. Mol Gen Genet 261(3):439–446
Yang H, Tabei Y, Kamada H, Kayano T, Takaiwa F (1999) Detection of somaclonal variation in cultured rice cells using digoxigenin-based random amplified polymorphic DNA. Plant Cell Rep 18:520–526