Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Động học hạt giống tế bào nội mô dưới dòng chảy mãn tính trong các ghép mạch prosthesis
Tóm tắt
Sự cải thiện tính thông thoáng của các ghép mạch được cấy tế bào nội mô phụ thuộc vào sự bám dính ban đầu tốt và khả năng giữ tế bào khi tuần hoàn được phục hồi. Trong nghiên cứu này, tế bào nội mô người trưởng thành (HAECs) đã được sử dụng để đánh giá sự phù hợp của các dụng cụ prosthesis có sẵn trên thị trường cho việc cấy tế bào. Tế bào HAECs được gắn đánh dấu indum-111 oxine đã được cấy vào để đo lường độ bám dính tế bào trên các ghép mạch polyme tetrafluoroethylene mở rộng (ePTFE), Dacron ngâm trong gelatine (Gelseal) và Dacron ngâm trong collagen (Hemashield). Mất tế bào từ các prosthesis được phủ FN, khi tiếp xúc với dòng máu động mạch người mô phỏng là 200 ml/phút trong một tuần hoàn xung nhân tạo, đã được định lượng từ sự mất hoạt động gamma từ ghép mạch trong suốt 24 giờ, áp lực trong tuần hoàn được giảm xuống 15 mm Hg để giảm tổn thất chất lỏng. Độ bám dính ban đầu của HAEC (trung bình [SD]) vào các ghép mạch trơn là 3(1)%, 47(9)%, và 53(9)% cho ePTFE, Gelseal, và Hemashield, tương ứng. Điều này đã cải thiện đáng kể với việc phủ FN (78[6]%, 60[8]%, và 76[4]%). Sự giữ tế bào sau 24 giờ dòng chảy lên các ghép mạch phủ FN là 16(10)%, 25(5)%, và 65(4)% và đã được xác nhận định tính bằng kính hiển vi điện tử quét và kính hiển vi điện tử quét môi trường. FN đã cải thiện đáng kể độ bám dính tế bào ban đầu với các ghép Dacron cho thấy độ bám dính tốt hơn. Sự giữ tế bào sau 24 giờ dòng chảy tốt hơn với ghép Dacron được phủ FN so với ePTFE nhưng tốt nhất với ghép Hemashield.
Từ khóa
#tế bào nội mô #ghép mạch #bám dính tế bào #prosthesis #tuần hoàn nhân tạoTài liệu tham khảo
Vohra R, Thomson GJL, Carr HMH, et al. The response of rapidly formed adult human endothelial cell monolayers to shear stress of flow: A comparison of fibronectin-coated Teflon and gelatin-impregnated Dacron grafts. Surgery 1992;111:210–220.
Graham LM, Burkel WE, Ford JW, et al. Immediate seeding of enzymatically derived endothelium in Dacron vascular grafts. Arch Surg 1980;115:1289–1294.
Sentissi JM, Ramberg K, O'Donnell TF, et al. The effect of flow on vascular endothelial cells grown in tissue culture on polytetrafluoroethylene grafts. Surgery 1986;99:337–342.
Kesler KA, Herring MB, Arnold ME, et al. Enhanced strength of endothelial attachment on polyester elastomer and polytetrafluoroethylene graft surfaces with fibronectin substrate. J Vasc Surg 1986;3:58–64.
Eskin SG, Navarro LT, O'Bannon W, et al. Behaviour of endothelial cells cultured on silastic and Dacron velour under flow conditions in vitro: Implications for prelining vascular grafts with cells. Artif Organs 1983;7:31–37.
Eskin SG, Ives CL, Frangos JA, et al. Cultured endothelium: The response to flow. ASAIO J 1985;8:109–112.
James NL, Schindhelm K, Slowiaczek P, et al. Endothelial cell seeding of small diameter vascular grafts. Artif Organs 1990;14:355–360.
Hunter TJ, Schmidt SP, Sharp WV, et al. Controlled flow studies in 4 mm endothelialized Dacron grafts. ASAIO Trans 1983;29:177–182.
Eskin SG, Sybers HD, O'Bannon W, et al. Performance of tissue-cultured endothelial cells in a mock circulatory loop. Artery 1982;10:159–171.
Zilla P, Deutsch M, Meinhart J, et al. Clinical in vitro endothelialization of femoropopliteal bypass grafts: An actuarial follow-up over three years. J Vasc Surg 1994;19:540–548.
Lundgren CH, Herring MB, Arnold MP, et al. Fluid shear disruption of cultured endothelium: The effect of cell species, fibronectin crosslinking and supporting polymer. ASAIO Trans 1986;32:334–338.
Ives CL, Eskin SG, McIntire LV, et al. The importance of cell origin and substrate in the kinetics of endothelial cell alignment in response to steady flow. ASAIO Trans 1983;29:269–274.
Pratt KJ, Jarrell BE, Williams SK, et al. Kinetics of endothelial cell surface attachment forces. J Vasc Surg 1988;7:591–599.
Ramalanjoana G, Kempczinski RF, Rosenman JE, et al. The effect of fibronectin coating on endothelial cell kinetics in polytetrafluoroethylene grafts. J Vasc Surg 1986;3:264–272.
Seeger JM, Klingman N. Improved endothelial cell seeding with cultured cells and fibronectin-coated grafts. J Surg Res 1985;38:641–647.
Dalsing MC, Kevorkian M, Raper B, et al. An experimental collagen-impregnated Dacron graft: Potential for endothelial seeding. Ann Vasc Surg 1989;3:127–133.
Schneider PA, Hanson SR, Price TM, et al. Durability of confluent endothelial cell monolayers on small calibre vascular prostheses in vitro. Surgery 1988;103:456–462.
Campbell JB, Lundgren C, Herring MB, et al. Attachment and retention of Indium-111-labelled endothelial cells onto polyester elastomer. ASAIO J 1985;8:113–117.
Rosenman JE, Kempczinski RF, Pearce WH, et al. Kinetics of endothelial cell seeding. J Vasc Surg 1985;2:778–784.
Vohra RK, Thompson GJL, Sharma H, et al. Fibronectin coating of expanded polytetrafluoroethylene (ePTFE) grafts and its role in endothelial seeding. Artif Organs 1990;14:41–45.
Carr HMH, Vohra R, Welch M, et al. Fibronectin binding to gelatin-impregnated Dacron (Gelseal) prostheses. Artif Organs 1992;16:342–345.
Patterson RB, Mayfield G, Silberstein EB, et al. The potential unreliability of indium-111 oxine labeling in studies of endothelial cell kinetics. J Vasc Surg 1989;10:650–655.
Carr HMH, Smyth JV, Rooney OB, et al. Limitations of in-vitro labeling of endothelial cells with indium-111 oxine. Cell Transplant 1995;4:291–296.
Herring MB, Gunther GR, Etchberger KJ.111Indium is an unreliable in vivo label for vascular endothelial cells. Ann Vasc Surg 1991;5:424–428.