Ảnh hưởng của độ sâu và trọng lượng mảnh ban đầu của Gracilaria gracilis đến sự sinh trưởng, năng suất agar, chất lượng và thành phần sinh hóa

Springer Science and Business Media LLC - Tập 30 - Trang 2499-2512 - 2018
Rafik Ben Said1, Fethi Mensi1, Hatem Majdoub2, Amine Ben Said1, Badii Ben Said1, Abderrahman Bouraoui3
1Laboratoire de Biotechnologie Bleue et Bioproduits Aquatiques-B3Aqua, Institut National des Sciences et Technologies de la Mer (INSTM), Tunis, Tunisia
2Faculté des Sciences de Monastir, Laboratoire des Interfaces et des Matériaux Avancés (LIMA), Université de Monastir, Monastir, Tunisia
3Laboratoire de Développement Chimique, Galénique et Pharmacologique des Médicaments, Faculté de Pharmacie de Monastir, Université de Monastir, Monastir, Tunisia

Tóm tắt

Việc nuôi trồng Gracilaria gracilis đã được tiến hành tại vùng lagune Bizerte (Bắc Tunisia) ở hai độ sâu (0,5 và 2,5 m) với các trọng lượng mảnh ban đầu khác nhau (5, 20 và 40 g) nhằm điều tra sự phát triển của tảo, năng suất agar và chất lượng. Phổ IR của agar đã được thực hiện và so sánh với agar thương mại. Hơn nữa, thành phần sinh hóa gần đúng của tảo cũng đã được nghiên cứu. Kết quả cho thấy tốc độ tăng trưởng hàng ngày cao nhất và năng suất agar được ghi nhận ở độ sâu 0,5 m, khi sử dụng mảnh ban đầu nặng 5 g (5,98 ± 1,98% mỗi ngày, 14,87 ± 1,91% khối lượng riêng, tương ứng). Độ mạnh gel tối đa ghi nhận được là 356,67 ± 15,25 g cm−2 ở độ sâu 2,5 m với trọng lượng ban đầu 20 g. Nhiệt độ đông tụ và nhiệt độ nóng chảy dao động từ 34,33 ± 0,57 đến 35,50 ± 0,57 °C và từ 77,00 ± 1,00 đến 85,00 ± 0,50 °C, tương ứng. Phân tích IR cho thấy một số phổ có sự tương đồng, trong khi những phổ khác thì khác nhau. Hàm lượng chất khô cao nhất (22,68 ± 1,77%) và hàm lượng tro (35,25 ± 0,02% khối lượng khô) được ghi nhận ở độ sâu 2,5 m, với trọng lượng ban đầu tương ứng là 20 và 5 g. Hàm lượng carbohydrate tối đa và protein thô đạt được ở độ sâu 0,5 m với trọng lượng ban đầu là 5 g (9,52 ± 0,36 và 5,83 ± 0,7% khối lượng khô, tương ứng). Hàm lượng R-phycoerythrin cao nhất ghi nhận ở độ sâu 0,5 m (0,050 ± 0,007 mg g−1 khối lượng khô), trong khi hàm lượng lipid tổng cộng cao nhất ghi nhận ở độ sâu 2,5 m với trọng lượng ban đầu 5 g (3,58 ± 0,63% khối lượng khô). Các phát hiện của chúng tôi chỉ ra rằng sự phát triển và thành phần sinh hóa của G. gracilis phụ thuộc vào độ sâu và trọng lượng mảnh ban đầu.

Từ khóa

#Gracilaria gracilis #năng suất agar #thành phần sinh hóa #độ sâu #trọng lượng mảnh ban đầu

Tài liệu tham khảo

AOAC (2000) Official methods of analysis, 17th edn. Association of Official Analytical Chemists, Gaithersburg Araujo FO, Ursi S, Plastino EM (2014) Intraspecific variation in Gracilaria caudata (Gracilariales, Rhodophyta): growth, pigment content and photosynthesis. J Appl Phycol 26:849–858 Arano KG, Trono GC Jr, Montano NE, Hurtado AQ, Villanueva RD (2000) Growth, agar yield and quality of selected agarophyte species from Philippines. Bot Mar 3:517–524 Ben Saïd R, Ksouri J (1999) La rhodophycée Gracilaria verrucosa du lac de Bizerte (Tunisie) : Variations mensuelles de la biomasse, du rendement d’extraction et de la qualité de l’agar. Bull INSTM 26:127–136 Ben Saïd R, Romdhane MS, EL Abed A, M’rabet R (2011) Temporal variation of some biometric parameters, agar-agar and quality of Gelidium spinosum (S.G. Gmelin) P.C. Silva (Rhodophyta, Rhodophyceae, Gelidiales) from Monastir coasts (Tunisia). Cahier Biol Mar 52:71–78 Ben Saïd R, Aouini H (2014) Culture des spores de Gracilaria gracilis (Stackhouse) M. Steentoft, L.M. Irvine et W.F. Farnham, 2006 et G. bursa-pastoris (Gmelin) Silva, 1952, de la lagune de Bizerte. Bull INSTM 41:89–99 Ben Saïd R, Aouini H, Akrout F (2015) La rhodophycée Gracilaria gracilis de la lagune de Bizerte (Tunisie): Variations spatio-temporelles de quelques facteurs hydro biologiques, du rendement et de la qualité de l’agar-agar. Afrique Science 11:317–334 Bird KT (1988) Agar production and quality from Gracilaria sp. strain G-16. Effect of environmental factors. Bot Mar 31:33–39 Bird KT, Ryther JH (1990) Cultivation of Gracilaria verrucosa (Gracilariales, Rhodophyta) strain G-16 for agar. Hydrobiologia 204/205:347–351 Bixler HJ, Porse H (2011) A decade of change in the seaweed hydrocolloids industry. J Appl Phycol 23:321–335 Bradford MM (1976) A rapid and sensitive method for the quantification of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein–dye binding. Anal Biochem 72:248–254 Christiaen D, Bodard M (1983) Spectroscopie infra-rouge de films d’agar de Gracilaria verrucosa (Hudson) Papenfuss. Bot Mar 26:425–427 Conley RT (1966) Infrared spectroscopy, Allyn and Bacon Inc., Boston, pp 179–181 Cross AD (1964) An introduction to practical infrared spectroscopy. Butterworth, London Deslandes E (1988) Etudes biochimiques des polysaccharides extraits de quelques algues carraghénophytes des côtes de Bretagne. Thèse de Doctorat. Univ. Bretagne Occidentale, Brest, France Dring MJ (1990) Light harvesting and pigment composition in marine phytoplankton and macroalgae. In: Hering PJ, Campbell AK, Whitfield M, Maddock L (eds) Light and life in the sea. Cambridge University Press, Cambridge, pp 89–103 Dubois M, Gilles KA, Hamilton JK, Rebers PA, Smith F (1956) Calorimetric method of determination of sugars and related substances. Anal Chem 28:350–356 Duckworth M, Yaphe W (1971) The structure of agar. Part 1. Fractionation of complex mixture of polysaccharide. Carbohydr Res 16:189–197 FAO (1987) Fiches FAO: Identification des espèces pour les besoins de la pêche. Méditerranée et Mer Noire. Zone de pêche 37. In: Végétaux et invertébrés, vol 1 FAO (2016) La situation mondiale des pêches et de l’aquaculture 2016. Contribuer à la sécurité alimentaire et à la nutrition de tous. Rome, p 224 Falkowski PG, La Roche J (1991) Acclimation to spectral irradiance in algae. J Phycol 27:8–14 Fleurence J, Guthier G, Mabeau S, Leray C (1994) Fatty acids from 11 marine macroalgae of the French Brittany coast. J Appl Phycol 6:527–532 Floc’h J, Lees M, Stanley GHS (1957) A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissues. J Biol Chem 226:497–509 Floreto EAT, Teshima S (1998) The fatty acid composition of seaweeds exposed to different levels of light intensity and salinity. Bot Mar 41:467–481 Francavilla M, Franchi M, Monteleone M, Caroppo C (2013) The red seaweed Gracilaria gracilis as multiple products source. Mar Drugs 11:3754–3776 Freile-Pelegrin Y, Robledo D, Armisen R (1996) Seasonal changes in agar characteristics of two populations of Pterocladia capillacea in Gran Canaria, Spain. J Appl Phycol 8:239–246 Glazer AJ, Stryer L (1984) Phycofluor probs. Trends Biochem Sci 9:423–427 Gomez-Ordonez E, Rupérez P (2011) FTIR-ATR spectroscopy as a tool for polysaccharide identification in edible brown and red seaweeds. Food Hydrocoll 25:1514–1520 Guiseley KB (1970) The relationship between the methoxyl content and gelling temperature of agarose. Carbohydr Res 13:247–256 Hurtado AQ, Gerung GS, Yasir S, Critchley AT (2014) Cultivation of tropical red seaweeds in the BIMP-EAGA region. J Appl Phycol 26:707–718 Israel A, Martinez-Goss M, Friedlander M (1999) Effect of salinity an pH on growth an agar yield of Gracilaria tenuistipitata var. liui in laboratory and outdoor cultivation. J Appl Phycol 11:543–549 Jayasankar R, Ramakrishnan K, Nirmala K, Seema C (2005) Biochemical constituents of Gracilaria edulis cultured from spores. Seaweed Res Utiliz 27:39–44 Kapraun DF, Ganzon-Fortes ET, Bird KT, Trono G, Breden C (1994) Karyology and agar analysis of the agarophyte Gelidiella acerosa (Forskal) Feldman et Hamel from the Philippines. J Appl Phycol 6:545–550 Kendel M, Couzinet- Mossio A, Viau M, Fleurence J, Barnathan G, Wielgosz-Collin G (2013) Seasonal composition of lipids, fatty acids and sterols in the edible red alga Grateloupia turuturu. J Appl Phycol 25:425–432 Khotimchenko SV (2006) Variations in lipid composition among different development stages of Gracilaria verrucosa (Rhodophyta). Bot Mar 49:34–38 Kronick M (1986) The use of phycobiliproteins as fluorescent labels in immunoassay. J Immunol Meth 92:1–13 Ksouri J, Ben Said R, Pellegrini M (1999) Résultats des cultures expérimentales de rhodophycée Gracilaria verrucosa dans le lac de Bizerte. Tunisie Septentrionale. Bull INSTM 26:113–125 Ksouri J, Mensi F, Ben Said R (2000) Ajustement de certains paramètres de culture par bouturage de Gracilaria verrucosa (algue rouge), dans le lac de Bizerte. Bull INSTM 27:69–74 Lee WK, Namasivayam P, Ho CL (2014) Effects of sulfate starvation on agar polysaccharides of Gracilaria species (Gracilariaceae, Rhodophyta) from Morib, Malaysia. J Appl Phycol 26:1791–1799 Marinho-Soriano E, Bourret E (2003) Effect of season on the yield and quality of agar from Gracilaria species (Gracilariacea, Rhodophyta). Bioresour Technol 90:329–333 Martin LA, Rodriguez MC, Matulewicz MC, Fissore EN, Gerschenson LN, Leonardi PI (2013) Seasonal variation in agar composition and properties from Gracilaria gracilis (Gracilariales, Rhodophyta) of the Patgonian coast of Argentina. Phycol Res 61:163–171 Matsuhiro B (1996) Vibrational spectroscopy of seaweed galactans. Hydrobiologia 326/327:481–489 Matsuhiro B, Rivas P (1993) Second-derivative Fourier transform infrared spectra of seaweed galactans. J Appl Phycol 5:45–51 Mensi F, Ksouri J, Hammami W, Romdhane MS (2009) L’algue rouge Gracilaria verrucosa (Hudson) Papenfuss de la lagune de Bizerte (Tunisie septentrionale): Essai de culture en mode suspendu et composition biochimique. Bull INSTM 36:125–137 Mensi F, Ksouri J, Seale E, Romdhane MS, Fleurence J (2012) A statistical approach for optimization of R-phycoerythrin extraction from the red alga Gracilaria verrucosa by enzymatic hydrolysis using central composite design and desirability function. J Appl Phycol 24:915–926 Minghou J, Lahaye M, Yaphe W (1985) Structure of agar from Gracilaria spp (Rhodophyta) collected in the People’s Republic of China. Bot Mar 28:521–528 Mollet JC, Rahaoui A, Lemoine Y (1998) Yield, chemical composition and gel strength of agarcolloids of Gracilaria gracilis, Graciliariopsis longissima and the newly reported Gracilaria cf. vermiculophylla from Roscoff (Brittany, France). J Appl Phycol 10:59–66 Molloy FJ, Bolton JJ (1996) The effect of season and depth on the growth of Gracilaria gracilis at Lüderitz, Namibia. Bot Mar 39:407–413 Mouradi-Givernaud A (1992) Recherches biologiques et biochimiques pour la production d’agarose chez Gelidium latifolium (Grév.) Thuret et Bornet (Rhodophycées, Gélidiales). Thèse de Doctorat d’Etat. Univ. Caen, France, p 351 Mouradi-Givernaud A, Givernaud T, Morvan H, Cosson J (1992) Agar from Gelidium latifolium (Rhodophyceae, Gelidiales). Biochemical composition and seasonal variations. Bot Mar 35:151–160 Mouradi-Givernaud A, Givernaud T, Morvan H, Cosson J (1993) Annual variations of the biochemical composition of Gelidium latifolium (Greville) Thuret et Bornet. Hydrobiologia 260:607–612 Murano E (1995) Chemical structure and quality of agars from Gracilaria. J Appl Phycol 7:245–254 Murano E, Toffanin R, Knutsen ZF, SH PS, Rizzo R (1992) Chemical and macromolecular characterization of agar polymers from Gracilaria dura (C. Agardh) J. Agardh (Gracilariaceae, Rhodophyta). Carbohydr Polym 18:171–178 Nakamoto K (1986) Infrared and Raman spectra of inorganic and coordination compounds. J. Wiley & Sons, N.Y., pp 248–250 Neely WB (1957) Infrared spectra of carbohydrates. Adv Carbohydr Chem 12:13–33 Oyieke HA (1993) The yield, physical and chemical properties of agar gel from Gracilaria species (Gracilariales, Rhodophyta) from the Kenya coast. Hydrobiologia 260:613–620 Penniman CA, Mathieson AC (1985) Photosynthesis in Gracilaria tickvahiae McLachlan (Gigartinales, Rhodophyta) from the Great Bay Estuary, New Hampshire. Bot Mar 28:427–435 Porse H, Rudolph B (2017) The seaweed hydrocolloid industry: 2016 updates, requirements and outlook. J Appl Phycol 29:2187–2200 Ragan A, Glombitza KW (1986) Phlorotannins, brown algal polyphenols. Prog Phycol Res 4:129–241 Rebours C, Marinho-Soriano E, Zertuche-Gonzalez JA, Ayashi L, Vasquez JA, Kradolfer P, Soriano G, Ugarte R, Abreu MH, Bay-Larsen I, Hovelsrud G, Rodven R, Robledo D (2014) Seaweeds: an opportunity for wealth and sustainable livelihood for coastal communities. J Appl Phycol 26:1939–1951 Rebello J, Ohnon M, Critchley AT, Sawamura M (1996) Growth rates and agar quality of Gracilaria gracilis (Stackhouse) Steentoft from Namibia, Southern Africa. Bot Mar 39:273–279 Rodriguez MC, Matulewicz MC, Md N, Ducatti DRB, Leonardi PI (2009) Agar from Gracilaria gracilis (Gracilariales, Rhodophyta) of the Patagonic coast of Argentina—content, structure and physical properties. Bioresour Technol 100:1435–1441 Roleda MY, Ganzon-Fortes ET, Montano NE, Reyes FN (1997) Temporal variation in the biomass, quantity and quality of agar from Gelidiella acerosa (Forskal) Feldman et Hamel (Rhodophyta, Gelidiales) from Cap Bolinao, NW Philippines. Bot Mar 40:87–495 Rowan KS (1989) Photosynthetic pigments of algae. Cambridge University Press, Cambridge Salem YB, Amri S, Hammi KM, Abdelhamid A, Le Cerf D, Bouraoui A, Majdoub H (2017) Physico-chemical characterization and pharmacological activities of sulfated polysaccharide from sea urchin, Paracentrotus lividus. Int J Biol Macromolec 97:8–15 Sekkal M (1990) Spectrochimie: utilisation conjointe de la spectrochimie IRFT et la modélisation moléculaire à l’étude structurale des carraghénanes. Thèse d’Université. Lille, France, p 162 Sekkal M, Huvenne JP, Legrand P, Sombret B, Mollet J-C, Mouradi-Givernaud A, Verdus M-C (1993) Direct structure identification of polysaccharides from red algae by FTIR microspectrometry. Localization of agar in Gracilaria verrucosa sections. Mikrochim Acta 112:1–10 Sikko-Goad L, Simmons MS, Lazinsky D, Hall J (1988) Effect of light cycle on diatom fatty acid composition and quantitative morphology. J Phycol 24:1–7 Sinha RP, Lebert M, Kumar A, Kumar HD, Hader DP (1995) Spectroscopic and biochemical analysis of UV effects of phycobiliproteins of Anabaena sp and Nostoc carmium. Bot Acta 108:87–92 Stanley NF (1963) Process for treating a polysaccharide of seaweeds of Gigartinaceae and Solieraceae families. U.S. Patent 3094517 Turan F, Ozgun S, Saym S, Ozyilmaz G (2015) Biochemical composition of some red and green seaweeds from Iskenderun Bay, the northeastern Mediterranean coast of Turkey. J Black Sea/Mediterr Environ 21:239–249 Yaphe W, Arsenault GP (1965) Improved resorcinol reagent for the determination of fructose, and 3,6-anhydrogalactose in polysaccharides. Anal Biochem 13:143–148 Yong YS, Yong WTL, Ng SE, Anton A, Yassir S (2015) Chemical composition of farmed and micropropagated Kappaphycus alvarezzii (Rhodophyta, Gigartinales) a commercially important seaweed in Malaysia. J Appl Phycol 27:1271–1275 Zuldin WH, Yassir S, Shapawi R (2016) Growth and biochemical composition of Kappaphycus (Rhodophyta) in customized tank culture system. J Appl Phycol 28:2453–2458