Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Ảnh hưởng của nhiệt độ đến sự phát triển, sự thải proton và tiềm năng màng trong các đoạn mầm lúa ngô (Zea mays L.)
Tóm tắt
Nghiên cứu này xem xét ảnh hưởng của nhiệt độ (5–45°C) đến sự phát triển nội sinh, sự phát triển trong sự hiện diện của axit indoleacetic (IAA) hoặc fusicoccin (FC), cũng như sự thải proton trong các đoạn mầm lúa ngô. Ngoài ra, sự thay đổi tiềm năng màng ở một số nhiệt độ cũng được xác định. Kết quả cho thấy trong hệ thống mô hình này, sự phát triển nội sinh cho thấy một cực đại rõ rệt ở 30°C, trong khi sự phát triển trong sự hiện diện của IAA và FC cho thấy giá trị cực đại lần lượt ở khoảng 30–35°C và 35–40°C. Các phép đo đồng thời về sự phát triển và pH của môi trường bên ngoài cho thấy FC ở nhiệt độ căng thẳng không chỉ hoạt động mạnh mẽ hơn trong việc kích thích sự phát triển, mà còn hiệu quả hơn trong việc axit hóa môi trường bên ngoài so với IAA. Thêm vào đó, việc bổ sung IAA hoặc FC vào môi trường tắm ở 30 và 40°C không làm thay đổi đặc điểm động học của sự thay đổi tiềm năng màng quan sát được cho cả hai chất ở 25°C. Tuy nhiên, nhiệt độ tăng cao đã làm giảm đáng kể sự siêu phân cực màng do IAA và FC gây ra. IAA trong môi trường ủ, ở 10°C, gây ra sự phân cực màng bổ sung (bên cạnh sự phân cực do nhiệt độ thấp). Ngược lại với IAA, FC ở 10°C gây ra sự hồi phục dần dần tiềm năng màng, điều này tương quan với cả sự phát triển do FC gây ra và sự thải proton do FC gây ra. Một cách giải thích hợp lý cho sự thay đổi do nhiệt độ gây ra trong sự phát triển của các đoạn mầm lúa ngô là, ít nhất một phần, những thay đổi này được trung gian thông qua hoạt động ATPase H+-PM.
Từ khóa
#Nhiệt độ #sự phát triển nội sinh #indoleacetic acid #fusicoccin #thải proton #tiềm năng màng.Tài liệu tham khảo
Bates GW, Goldsmith MHM (1983) Rapid response of the plasma-membrane potential in oat coleoptiles to auxin and other weak acids. Planta 159:231–237
Baunsgaard L, Fuglsang AT, Jahn T, Korthout HAAJ, De Boer AH, Palmgren MG (1998) The 14-3-3 proteins associate with the plasma membrane H+-ATPase to generate a fusicoccin binding complex and a fusicoccin responsive system. Plant J 13:661–671
Bravo-F P, Uribe EG (1981) Temperature dependence of the concentration kinetics of absorption of phosphate and potassium in corn roots. Plant Physiol 67:815–819
Chastain CJ, Hanson JB (1982) Control of efflux from corn root tissue by an injury-sensing mechanism. Plant Sci Lett 24:97–104
Christian M, Steffens B, Schneck D, Burmester S, Böttger M, Lüthen H (2006) How does auxin enhance cell elongation? Roles of auxin-binding proteins and potassium channels in growth control. Plant Biol 8:346–352
Claussen M, Lüthen H, Böttger M (1996) Inside or outside? Localization of the receptor relevant to auxin-induced growth. Physiol Plant 98:861–867
Cosgrove DJ, Li LC, Cho H-T, Hoffmann-Benning S, Moore RC, Blecker D (2002) The growing worlds of expansins. Plant Cell Physiol 43:1436–1444
Davies PJ (2004) Plant hormones. Biosynthesis, signal transduction, action! Kluwer Academic Publishers, Dordrecht
Ding JP, Pickard BG (1993) Modulation of mechanosensitive calcium-selective cation channels by temperature. Plant J 3:713–720
Evans ML, Schmitt MR (1975) The nature of spontaneous changes in growth rate in isolated coleoptile segments. Plant Physiol 55:757–762
Felle H, Peters WS, Palme K (1991) The electrical response of maize to auxins. Biochim Biophys Acta 1064:199–204
Frias I, Caldeira MT, Pérez-Castiñeira JR, Navarro-Aviñó JP, Culiañez-Maciá FA, Kuppinger O, Stransky H, Pagés M, Hager A, Serrano R (1996) A major isoform of the maize plasma membrane H+-ATPase: characterization and induction by auxin in coleoptiles. Plant Cell 8:1533–1544
Fuchs I, Philippar K, Hedrich R (2006) Ion channels meet auxin action. Plant Biol 8:353–359
Fuglsang AT, Visconti S, Drumm K, Jahn T, Stensballe A, Mattei B, Jensen ON, Aducci P, Palmgren MG (1999) Binding of 14-3-3 protein to the plasma membrane H+-ATPase AHA2 involves the three C-terminal residues Tyr(946)-thr-Val and requires phosphorylation of Thr(947). J Biol Chem 274:36774–36780
Gray WW, Ostin A, Sandberg G, Romano CP, Estelle M (1998) High temperature promotes auxin-mediated hypocotyl elongation in Arabidopsis. Proc Natl Acad Sci USA 95:7197–7203
Hagen G, Guilfoyle T (2002) Auxin-responsive gene expression: genes, promoters and regulatory factors. Plant Mol Biol 49:373–385
Hager A (2003) Role of the plasma membrane H+-ATPase in auxin-induced elongation growth: historical and new aspects. J Plant Res 116:483–505
Hager A, Menzel H, Krauss A (1971) Versuchte und Hypothese zur Primärwirkung des Auxins beim Streckungswachstum. Planta 100:1–15
Hager A, Debus G, Edel H-G, Stransky H, Serrano R (1991) Auxin induces exocytosis and the rapid synthesis of a high-turnover pool of plasma membrane H+-ATPase. Planta 185:527–537
Hedrich R, Bregante M, Dreyer I, Gambale F (1995) The voltage-dependent potassium-uptake channel of corn coleoptiles has permeation properties different from other K+ channels. Planta 197:193–199
Hush JM, Newman IA, Overall RL (1992) Utilization of the vibrating probe and ion-selective microelectrode techniques to investigate electrophysiological responses to wounding in pea roots. J Exp Bot 43:1251–1257
Jahn T, Fuglesang AT, Olsson A, Brüntrup IM, Collinge DB, Volkmann D, Sommarin M, Palmgren MG, Larsson C (1997) The 14-3-3 protein interacts directly with the C-terminal region of the plant plasma membrane H+-ATPase. Plant Cell 9:1805–1814
Karcz W, Burdach Z (2002) A comparison of the effects of IAA and 4-Cl-IAA on growth, proton secretion and membrane potential in maize coleoptile segments. J Exp Bot 53:1089–1098
Karcz W, Stolarek J, Pietruszka M, Malkowski E (1990) The dose-response curves for IAA induced elongation growth and acidification of the incubation medium of Zea mays L. coleoptile segments. Physiol Plant 80:257–261
Karcz W, Stolarek J, Lekacz H, Kurtyka R, Burdach Z (1995) Comparative investigation of auxin and fusicoccin-induced growth and H+-extrusion in coleoptile of Zea mays L. Acta Physiol Plant 17:3–8
Keller CP, Van Volkenburgh E (1996) The electrical response of Avena coleoptile cortex to auxins: evidence in vivo for activation of a Cl− conductance. Planta 198:404–412
Kutschera U, Schopfer P (1985a) Evidence against the acid-growth theory of auxin action. Planta 163:483–493
Kutschera U, Schopfer P (1985b) Evidence for the acid-growth theory of fusiccocin action. Planta 163:494–499
Löbler M, Klämbt D (1985) Auxin-binding protein from coleoptile membranes of corn (Zea mays L.). J Biol Chem 260:9848–9853
Lüthen H, Bigdon M, Böttger M (1990) Reexamination of the acid growth theory of auxin action. Plant Physiol 93:931–939
MacDowell FDH, Sirois JC (1977) Importance of time after excision and of pH on the kinetics of response of wheat coleoptile segments to added indoleacetic acid. Plant Physiol 59:405–410
Marrè E (1979) Fusicoccin: a tool in plant physiology. Annu Rev Plant Physiol 30:273–288
Minorsky PV (1989) Temperature sensing by plants: a review and hypothesis. Plant Cell Environ 12:119–135
Nissl D, Zenk MH (1969) Evidence against induction of protein synthesis during auxin-induced initial elongation of Avena coleoptiles. Planta 89:323–341
Oecking C, Hagemann K (1999) Association of 14-3-3 proteins with the C-terminal autoinhibitory domain of the plant plasma membrane H+-ATPase generates a fusicoccin-binding complex. Planta 207:480–482
Peters WS (1998) Wounding-induced cell wall pH shifts in coleoptile segments of various Poaceae. Biol Plant 40:103–108
Peters WS, Richter U, Felle H (1992) Auxin-induced H+-pump stimulation does not depend on the presence of epidermal cells in corn coleoptiles. Planta 186:313–316
Peters WS, Lüthen H, Böttger M, Felle H (1998) The temporal correlation of changes in apoplast pH and growth rate in maize coleoptile segments. Aust J Plant Physiol 25:31–35
Rapparini F, Tam YY, Cohen JD, Slovin JP (2002) Indole-3-acetic acid metabolism in Lemma gibba undergoes dynamic changes in response to growth temperature. Plant Physiol 128:1410–1416
Ray PM, Dohrmann U (1977) Characterization of naphthalene-acetic acid binding to receptor sites on cellular membranes of maize coleoptile tissue. Plant Physiol 59:357–364
Ray PM, Ruesink AW (1962) Kinetic experiments on the nature of the growth mechanism in oat coleoptile cells. Dev Biol 4:377–397
Rayle DL, Cleland RE (1970) Enhancement of wall loosening and elongation by acid solutions. Plant Physiol 46:250–253
Rayle DL, Cleland RE (1972) The in-vitro acid-growth response: relation to in-vivo growth responses and auxin action. Planta 104:282–296
Rayle DL, Cleland RE (1992) The acid-growth theory of auxin induced cell elongation is alive and well. Plant Physiol 99:1271–1274
Roberts MR, Salinas J, Collinge DB (2002) 14-3-3 proteins and the response to abiotic and biotic stress. Plant Mol Biol 50:1031–1039
Rück A, Palme K, Venis MA, Napier RM, Felle H (1993) Patch-clamp analysis establishes a role for an auxin binding protein in the auxin stimulation of plasma membrane current in Zea mays protoplasts. Plant J 4:41–46
Scherer GFE (2002) Secondary messengers and phospholipase A2 in auxin transduction. Plant Mol Biol 49:357–372
Shabala SN, Shabala L (2002) Kinetics of net H+, Ca2+, K+, Na+, NH4 +, and Cl− fluxes associated with post-chilling recovery of plasma membrane transporters in Zea mays leaf and root tissues. Physiol Plant 114:47–56
Vesper MJ, Evans ML (1978) Time-dependent changes in the auxin sensitivity of coleoptile segments. Plant Physiol 61:204–208
Weiler EW, Jourdan PS, Conrad W (1981) Levels of indole-3-acetic acid in intact and decapitated coleoptiles as determined by a specific and highly sensitive solid-phase enzyme immuno assay. Planta 153:561–571
Würtele M, Jelich-Ottmann Ch, Wittinghofer A, Oecking C (2003) Structural view of a fungal toxin acting on a 14-3-3 regulatory complex. EMBO J 22:987–994
Yoshida S, Hotsubo K, Kawamura Y, Murai M, Arakawa K, Takezawa D (1999) Alterations of intracellular pH in response to low temperature stresses. J Plant Res 112:225–236