Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Ảnh hưởng của auxin đến sự tái sinh chồi nách và chồi de novo từ các văn hóa chồi in vitro được hình thành từ các chồi ép cành của cây tec (Tectona grandis L.)
Tóm tắt
Trong bài trình bày này, chúng tôi báo cáo về sự tái sinh chồi de novo và chồi nách cùng với khả năng ra rễ của các chồi duy trì qua một thời gian dài, từ các mẫu văn hóa của cây Tectona grandis L. Đầu chồi của các chồi cây tec được tạo ra từ các chồi đỉnh tán đã được sử dụng làm chất liệu khởi đầu để thiết lập văn hóa chồi vô trùng. Việc duy trì lâu dài các văn hóa chồi vô trùng như vậy đã được thực hiện bằng cách cấy ghép định kỳ trên môi trường MS có bổ sung N6-benzyleadenine (BA, 8,8 μmol·L−1) và axit indole-3-butyric (IBA, 2 μmol·L−1) trong 24 tháng. Các đầu chồi phát triển mạnh (dài 2–3 cm) đã được cấy vào môi trường cơ bản MS có bổ sung các nồng độ khác nhau (0, 1, 2, 4, 6, 8 hoặc 10 μmol·L−1) của IBA hoặc axit α-naphthaleneacetic (NAA) để ra rễ. Các chồi nách và chồi de novo đã được phát triển từ các chồi nách và đầu chồi cắt tương ứng. Các chồi đang phát triển trên auxin đã được cấy ghép lại (mỗi 15 ngày) và duy trì trong 45 ngày. Số lượng chồi de novo (5.06) cũng như chồi nách (2.85) lớn nhất đã được quan sát trên môi trường MS có bổ sung 10 μmol·L−1 NAA hoặc 8 μmol·L−1 IBA, tương ứng, sau 45 ngày. Các kết hợp của cả IBA (μmol·L−1) + NAA (μmol·L−1) đã được thử nghiệm ở các nồng độ khác nhau (4 + 4, 6 + 6, 8 + 8) bổ sung vào môi trường cơ bản MS nồng độ nửa với 0,1% than hoạt tính để ra rễ cho các chồi de novo và chồi nách bị cắt và không bị cắt. Khả năng ra rễ từ các chồi de novo không bị cắt là cao nhất (93,33%) với số lượng rễ trung bình là 4,61 trên môi trường này, bổ sung với 6 μmol·L−1 IBA + 6 μmol·L−1 NAA, sau 36 ngày cấy ghép ban đầu. Auxin đơn lẻ, tuy nhiên, không hiệu quả cho việc kích thích ra rễ. Các chồi đã ra rễ được làm thích ứng trong nhà kính và sau bốn tuần, các cây giống đã được chuyển ra ngoài đồng ruộng.
Từ khóa
#Tectona grandis #chồi nách #chồi de novo #văn hóa chồi in vitro #auxinTài liệu tham khảo
Akram M, Aftab F. 2008. High frequency multiple shoot formation from nodal explants of teak (Tectona grandis L.) induced by thidiazuron. Propag Ornament Plant, 8: 72–75
Akram M, Aftab F. 2009. An efficient method for clonal propagation and in vitro establishment of softwood shoots from epicormic buds of teak (Tectona grandis L.). Forest Stud China, 11(2): 105–110
Caboni E, Tonelli M G, Lauri P, Iacovacci P, Kevers C, Damiano C, Gasper T. 1997. Biochemical aspects of almond micro-cuttings related to in vitro rooting ability. Biol Plant, 39: 91–97
Centeno M L, Fernandez B, Feito I, Rodriguez A. 1999. Uptake, distribution, and metabolism of 1-Naphthaleneacetic acid and indole-3-acetic acid during callus initiation from Actinidia deliciosa tissues. J Plant Growth Regul, 18: 81–88
Chatfield S P E, Raizada M N. 2008. Ethylene and shoot regeneration: hookless1 modulates de novo shoot organogenesis in Arabidopsis thaliana. Plant Cell Rep, 27: 655–666
Chen J T, Chang W C. 2006. Direct somatic embryogenesis and plant regeneration from leaf explants of Phalaenopsis amabilis. Biol Plant, 50: 169–173
Chi G L, Lin J, Lee E E, Pua E C. 1994. Role of polyamines on de novo shoot morphogenesis from cotyledons of Brassica campestris ssp. pekinensis (Lour). Plant Cell Rep, 13: 323–329
Cool L T, Keng C L, Hoe C T K. 1999. In vitro of Sentang shoots (Azadirachta excels L.) and acclimatization of the plantlets. In vitro Cell Dev Biol-Plant, 35: 396–400
DeGyves E M, Royani L I, Rugini E. 2007. Efficient method of micropropagation and in vitro rooting of teak (Tectona grandis L.) focusing on large scale industrial plantations. Ann For Sci, 64: 73–78
Duan Y X, Guo W W, Meng H J, Tao N G, Li D D, Deng X X. 2007. High efficient transgenic plant regeneration from embryogenic calluses of Citrus sinensis. Biol Plant, 51: 212–216
Fogaca C M, Fett-Neto A G. 2005. Role of auxins and its modulators in the adventitious rooting of Eucalyptus species differing in recalcitrance. Plant Growth Regul, 45: 1–10
Galoch E, Zielihska M, Burkacka-Laukajtys E. 1998. The effect of decapitation on the levels of IAA and ABA in the lateral buds of Betula pendula Roth. Acta Physiol Plant, 20: 399–403
Heloir M C, Kevers C, Hausman J F, Gasper T. 1996. Changes in the concentrations of auxins and polyamines during rooting of in vitro propagated walnut shoots. Tree Physiol, 16: 515–519
Liu C, Xu Z, Chuab N. 1993. Auxin polar transport is essential for the establishment of bilateral symmetry during early plant embryogenesis. Plant Cell, 5: 621–630
Leyser O. Regulation of shoot branching by auxin. Trends Plant Sci, 8: 541–545
Ludwig-Müllar J. 2000. Indole-3-butyric acid in plant growth and development. J Plant Growth Regul, 32: 219–230
Mallikarjuna K, Rajendrudu G. 2007. High frequency in vitro propagation of Holarrhena antidysenterica from nodal buds of mature tree. Biol Plant, 51: 525–529
Marks T R. 1996. The role of shoot apex in controlling rhizogenesis in vitro. Plant Growth Regul, 20: 57–60
Marks T R, Simpson S E. 2000. Interaction of explant type and indole-3-butyric acid during rooting in vitro in a range of difficult and easy-to-root woody plants. Plant Cell Tiss Org Cult, 62: 65–74
Martin K P. 2003. Rapid axillary bud proliferation and ex vitro rooting of Eupatorium triplinerve. Biol Plant, 47: 589–591
Mercier H, Souza B M, Kraus J E, Hamasaki R M, Sotta B. 2003. Endogenous auxin and cytokinin contents associated with shoot formation in leaves of pineapple cultured in vitro. Brazil J Plant Physiol, 15: 107–112
Monteuuis O, Bon M C, Goh D K S. 1998. Teak propagation by in vitro culture. Bois Et Forets Des Tropiq, 256: 43–53
Murashige T, Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture. Physiol Plant, 15: 473–497
Nugent S G, Chandler S F, Whiteman P, Stevenson T W. 2001. Somatic embryogenesis in Eucalyptus globulus. Plant Cell Tiss Org Cult, 67: 85–88
Ouma J P, Young M M, Reichert N A. 2004. Rooting of in vitro regenerated cotton (Gossypium hirsutum L.) is influenced by genotype, medium composition, explant type and age. Afr J Biotechnol, 3: 313–318
Pop T I, Pamfi L D, Bellini C. 2011. Auxin control in the formation of adventitious roots. Not Bot Hort Agrobot Cluj, 39: 307–316
Rubluo A, Hernandez T M, Duval K, Vargas A, Guzman J M. 2002. Auxin induced morphogenetic responses in long term in vitro subcultured Mammilaria sanangelensis Sanchez-Mejorada (Cactaceae). Sci Hort, 95: 341–349
Shirin F, Rana P K, Mandal A K. 2005. In vitro clonal propagation of mature Tectona grandis through axillary bud proliferation. J For Res, 10: 465–469
Smulders M J M, van de Ven E T W M, Croes A F, Wullems G J. 1990. Metabolism of α-naphthalene acetic acid in explants of tobacco: evidence for the release of free hormone from conjugates. J Plant Growth Regul, 9: 27–34
Srinath R, Prabhavati P, Kaviraj, C P. 2005. Callus induction and organogenesis from various explants in Vigna radiata (L.) Wilczek. Int J Biotech, 4: 556–560
Su Y, Liu Y, Zhang X. 2011. Auxin-cytokinin interaction regulates meristem development. Mol Plant, 1–10
Tiwari S K, Tiwari K P, Siril E A. 2002. An improved micropropagation protocol for teak (Tectona grandis L.). Plant Cell Tiss Org Cult, 71: 1–6
Vesperinas E S. 1998. In vitro root induction in hypocotyl and plumule explants of Helianthus annuus. Environ Exp Bot, 39: 271–277
Vijayaraghavan S J, Pengelly W L. 1986. Bound auxin metabolism in cultured crown-gall tissues of tobacco. Plant Physiol, 80: 315–321
Volkaert H, Schoofs J, Pieters A, de Langhe E. 1990. Influence of explant source on in vitro axillary shoot formation in oak seedlings. Tree Physiol, 6: 87–93