Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Khuếch tán của các thụ thể xuyên màng đơn: Từ màng tế bào vào các túi lipid khổng lồ
Tóm tắt
Để khảo sát một cách định lượng tác động của tổ chức màng đến khuếch tán ngang, chúng tôi đã nghiên cứu các dẫn xuất lipid carbocyanine phát quang và các protein xuyên màng đơn được gắn nhãn EGFP trong các hệ thống có độ phức tạp giảm dần: (i) màng plasma (PM) của tế bào sống, (ii) các túi màng plasma khổng lồ (GPMVs) được gây ra bởi paraformaldehyde/dithiothreitol, và (iii) các túi đơn lớp khổng lồ (GUVs) trong điều kiện đệm sinh lý. Một đơn vị thụ thể interleukin-4 bị rút gọn, thiếu khả năng tín hiệu, cho thấy sự tích tụ hiệu quả trong màng plasma, đã được sử dụng làm protein xuyên màng mô hình. Hệ số khuếch tán hai chiều (D) được xác định bằng quang phổ tương quan phát quang (FCS) ở các vị trí cố định (spFCS) hoặc trong quá trình quét quỹ đạo tròn (csFCS). Nhất quán với kích thước bao gồm khác nhau trong màng, lipid khuếch tán nhanh hơn một chút so với các protein xuyên màng đơn trong cả hai hệ thống màng, GUV và GPMV. Trong GPMVs, lipid và protein gặp phải độ nhớt lớn gấp năm lần so với trong GUV, phản ánh tỷ lệ đáng kể của các protein bắt nguồn từ màng plasma phân chia vào GPMV. Khuếch tán lipid và protein trong PM lần lượt chậm hơn 2 lần và 4–5 lần so với GPMV. Sự khác biệt này đã được xác nhận định lượng bởi csFCS. Sự tương đồng trong khuếch tán của các thụ thể và lipid trong GPMVs và GUVs cùng với sự khác biệt đáng kể của nó trong màng plasma gợi ý rằng các miền protein nhỏ như EGFP chuyển giao độ nhạy đến lớp võ hành động trên nhiều thang đo chiều dài khác nhau.
Từ khóa
#khuếch tán #thụ thể xuyên màng #màng tế bào #lipid #túi màng khổng lồ #quang phổ tương quan phát quangTài liệu tham khảo
Bacia K, Schuette CG, Kahya N, Jahn R, Schwille P (2004) SNAREs prefer liquid-disordered over “raft” (liquid-ordered) domains when reconstituted into giant unilamellar vesicles. J Biol Chem 279:37951–37955
Baumgart T, Hess ST, Webb WW (2003) Imaging coexisting fluid domains in biomembrane models coupling curvature and line tension. Nature 425:821–824. doi:10.1038/nature02013
Baumgart T, Hammond AT, Sengupta P, Hess ST, Holowka DA, Baird BA, Webb WW (2007) Large-scale fluid/fluid phase separation of proteins and lipids in giant plasma membrane vesicles. Proc Natl Acad Sci USA 104:3165–3170
Brown RJ et al (2005) Model for growth hormone receptor activation based on subunit rotation within a receptor dimer. Nat Struct Mol Biol 12:814–821
Eggeling C et al (2009) Direct observation of the nanoscale dynamics of membrane lipids in a living cell. Nature 457:1159–1162. doi:10.1038/nature07596
Enderlein J, Gregor I, Patra D, Dertinger T, Kaupp UB (2005) Performance of fluorescence correlation spectroscopy for measuring diffusion and concentration. Chemphyschem 6:2324–2336. doi:10.1002/cphc.200500414
Fujiwara T, Ritchie K, Murakoshi H, Jacobson K, Kusumi A (2002) Phospholipids undergo hop diffusion in compartmentalized cell membrane. J Cell Biol 157:1071–1081. doi:10.1083/jcb.200202050
Gandhi H, Worch R, Kurgonaite K, Hintersteiner M, Schwille P, Bökel C, Weidemann T (2014) Dynamics and interaction of interleukin-4 receptor subunits in living cells. Biophys J 107:2515–2527. doi:10.1016/j.bpj.2014.07.077
Heinemann F, Betaneli V, Thomas FA, Schwille P (2012) Quantifying lipid diffusion by fluorescence correlation spectroscopy: a critical treatise. Langmuir 28:13395–13404. doi:10.1021/la302596h
Heinemann F, Vogel SK, Schwille P (2013) Lateral membrane diffusion modulated by a minimal actin cortex. Biophys J 104:1465–1475. doi:10.1016/j.bpj.2013.02.042
Hintersteiner M, Weidemann T, Kimmerlin T, Filiz N, Buehler C, Auer M (2008) Covalent fluorescence labeling of His-tagged proteins on the surface of living cells. ChemBioChem 9:1391–1395. doi:10.1002/cbic.200800089
Horger KS, Estes DJ, Capone R, Mayer M (2009) Films of agarose enable rapid formation of giant liposomes in solutions of physiologic ionic strength. J Am Chem Soc 131:1810–1819. doi:10.1021/ja805625u
Jacobson K, Mouritsen OG, Anderson RGW (2007) Lipid rafts: at a crossroad between cell biology and physics. Nat Cell Biol 9:7–14. doi:10.1038/Ncb0107-7
Jung T, Schrader N, Hellwig M, Enssle KH, Neumann C (1999) Soluble human interleukin-4 receptor is produced by activated T cells under the control of metalloproteinases. Int Arch Allergy Immunol 119:23–30.
Kahya N (2010) Protein-protein and protein-lipid interactions in domain-assembly: lessons from giant unilamellar vesicles. Biochim Biophys Acta 1798:1392–1398. doi:10.1016/j.bbamem.2010.02.028
Kalvodova L, Kahya N, Schwille P, Ehehalt R, Verkade P, Drechsel D, Simons K (2005) Lipids as modulators of proteolytic activity of BACE: involvement of cholesterol, glycosphingolipids, and anionic phospholipids in vitro. J Biol Chem 280:36815–36823. doi:10.1074/jbc.M504484200
Keller H, Lorizate M, Schwille P (2009) PI(4,5)P2 degradation promotes the formation of cytoskeleton-free model membrane systems. Chemphyschem 10:2805–2812. doi:10.1002/cphc.200900598
Kriegsmann J, Gregor I, von der Hocht I, Klare J, Engelhard M, Enderlein J, Fitter J (2009) Translational diffusion and interaction of a photoreceptor and its cognate transducer observed in giant unilamellar vesicles by using dual-focus FCS. ChemBioChem 10:1823–1829. doi:10.1002/cbic.200900251
Kusumi A, Suzuki KG, Kasai RS, Ritchie K, Fujiwara TK (2011) Hierarchical mesoscale domain organization of the plasma membrane. Trends Biochem Sci 36:604–615. doi:10.1016/j.tibs.2011.08.001
Le Roy C, Wrana JL (2005) Clathrin- and non-clathrin-mediated endocytic regulation of cell signalling. Nat Rev Mol Cell Biol 6:112–126. doi:10.1038/nrm1571
Lingwood D, Simons K (2010) Lipid rafts as a membrane-organizing principle. Science 327:46–50. doi:10.1126/science.1174621
Moraga I et al (2015) Instructive roles for cytokine-receptor binding parameters in determining signaling and functional potency. Sci Signal. 8:ra114. doi:10.1126/scisignal.aab2677
Müller P, Schwille P, Weidemann T (2014) PyCorrFit-generic data evaluation for fluorescence correlation spectroscopy. Bioinformatics 30:2532–2533. doi:10.1093/bioinformatics/btu328
Petrášek Z, Schwille P (2008) Precise measurement of diffusion coefficients using scanning fluorescence correlation spectroscopy. Biophys J 94:1437–1448. doi:10.1529/biophysj.107.108811
Petrášek Z, Derenko S, Schwille P (2011) Circular scanning fluorescence correlation spectroscopy on membranes. Opt Express 19:25006–25021. doi:10.1364/OE.19.025006
Petrov E, Schwille P (2008) State of the art and novel trends in fluorescence correlation spectroscopy. In: Resch-Genger U (ed) Standardization and quality assurance in fluorescence measurements II: bioanalytical and biomedical applications. Springer, Berlin
Pott T, Bouvrais H, Meleard P (2008) Giant unilamellar vesicle formation under physiologically relevant conditions. Chem Phys Lipids 154:115–119. doi:10.1016/JChemphyslip.2008.03.008
Radtke S, Hermanns HM, Haan C, Schmitz-Van De Leur H, Gascan H, Heinrich PC, Behrmann I (2002) Novel role of Janus kinase 1 in the regulation of oncostatin M receptor surface expression. J Biol Chem 277:11297–11305. doi:10.1074/jbc.M100822200
Ramadurai S, Holt A, Krasnikov V, van den Bogaart G, Killian JA, Poolman B (2009) Lateral diffusion of membrane proteins. J Am Chem Soc 131:12650–12656. doi:10.1021/ja902853g
Ramadurai S, Duurkens R, Krasnikov VV, Poolman B (2010a) Lateral diffusion of membrane proteins: consequences of hydrophobic mismatch and lipid composition. Biophys J 99:1482–1489. doi:10.1016/j.bpj.2010.06.036
Ramadurai S et al (2010b) Influence of hydrophobic mismatch and amino acid composition on the lateral diffusion of transmembrane peptides. Biophys J 99:1447–1454. doi:10.1016/j.bpj.2010.05.042
Remy I, Wilson IA, Michnick SW (1999) Erythropoietin receptor activation by a ligand-induced conformation change. Science 283:990–993
Rigaud JL, Levy D (2003) Reconstitution of membrane proteins into liposomes. Methods Enzymol 372:65–86. doi:10.1016/S0076-6879(03)72004-7
Sezgin E et al (2012) Partitioning, diffusion, and ligand binding of raft lipid analogs in model and cellular plasma membranes. Biochim Biophys Acta 1818:1777–1784. doi:10.1016/j.bbamem.2012.03.007
Shaklee PM, Semrau S, Malkus M, Kubick S, Dogterom M, Schmidt T (2010) Protein incorporation in giant lipid vesicles under physiological conditions. ChemBioChem 11:175–179. doi:10.1002/Cbic.200900669
Simons K, Gerl MJ (2010) Revitalizing membrane rafts: new tools and insights. Nat Rev Mol Cell Biol 11:688–699. doi:10.1038/nrm2977
Simons K, Ikonen E (1997) Functional rafts in cell membranes. Nature 387:569–572. doi:10.1038/42408
Streicher P et al (2009) Integrin reconstituted in GUVs: a biomimetic system to study initial steps of cell spreading. Biochim Biophys Acta 1788:2291–2300. doi:10.1016/j.bbamem.2009.07.025
Swift JL, Burger MC, Massotte D, Dahms TE, Cramb DT (2007) Two-photon excitation fluorescence cross-correlation assay for ligand-receptor binding: cell membrane nanopatches containing the human micro-opioid receptor. Anal Chem 79:6783–6791. doi:10.1021/ac0709495
Swift JL, Burger MC, Cramb DT (2009) A quantum dot-labeled ligand-receptor binding assay for G protein-coupled receptors contained in minimally purified membrane nanopatches. Methods Mol Biol 552:329–341. doi:10.1007/978-1-60327-317-6_24
Tank DW, Wu ES, Webb WW (1982) Enhanced molecular diffusibility in muscle membrane blebs: release of lateral constraints. J Cell Biol 92:207–212
Veatch SL, Cicuta P, Sengupta P, Honerkamp-Smith A, Holowka D, Baird B (2008) Critical fluctuations in plasma membrane vesicles. ACS Chem Biol 3:287–293. doi:10.1021/cb800012x
Weidemann T (2014) Application of fluorescence correlation spectroscopy (FCS) to measure the dynamics of fluorescent proteins in living cells. Methods Mol Biol 1076:539–555. doi:10.1007/978-1-62703-649-8_24
Weidemann T, Wachsmuth M, Tewes M, Rippe K, Langowski J (2002) Analysis of ligand binding by two-colour fluorescence cross-correlation spectroscopy. Single Mol 3:49–61
Weidemann T, Höfinger S, Müller K, Auer M (2007) Beyond Dimerization: a membrane-dependent activation model for interleukin-4 receptor-mediated signalling. J Mol Biol 366:1365–1373
Weidemann T, Worch R, Kurgonaite K, Hintersteiner M, Bökel C, Schwille P (2011) Single cell analysis of ligand binding and complex formation of interleukin-4 receptor subunits. Biophys J 101:2360–2369. doi:10.1016/j.bpj.2011.10.014
Weiss K, Neef A, Van Q, Kramer S, Gregor I, Enderlein J (2013) Quantifying the diffusion of membrane proteins and peptides in black lipid membranes with 2-focus fluorescence correlation spectroscopy. Biophys J 105:455–462. doi:10.1016/j.bpj.2013.06.004
Worch R, Bökel C, Höfinger S, Schwille P, Weidemann T (2010) Focus on composition and interaction potential of single-pass transmembrane domains. Proteomics 10:4196–4208. doi:10.1002/pmic.201000208