Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Phát hiện vi khuẩn chuyển hóa monochlorobenzen trong điều kiện thiếu oxy bằng phương pháp điều tra đồng vị ổn định DNA
Tóm tắt
Các phân tích không phụ thuộc vào nuôi cấy đã được áp dụng để nghiên cứu sự đa dạng cấu trúc của cộng đồng vi khuẩn phát triển trong các mô hình vi sinh vật được nhiễm vào nước ngầm, hoạt động chuyển hóa monochlorobenzen (MCB) trong điều kiện kỵ khí. Việc bổ sung MCB có gán nhãn 13C đã chứng minh rằng cộng đồng sản xuất 13CO2 như một sản phẩm chuyển hóa với tốc độ hơi tăng dần trong khoảng thời gian 1.051 ngày, trong khi không có sự phát sinh 13C-metan. Hồ sơ gen di truyền của các gen rRNA 16S một phần được tạo ra bằng kỹ thuật đa hình hình dạng chuỗi đơn (SSCP) thông qua PCR từ DNA tổng hợp được chiết xuất trực tiếp đã cho thấy, bất chấp thời gian ủ dài, sáu mô hình vi sinh vật lặp lại đã được đặc trưng bởi các thành viên vi sinh vật gần như giống hệt nhau. Chín tác nhân có thể phân biệt được trong các hồ sơ SSCP đã được xác định bằng giải mã DNA, cho thấy sự tồn tại của các thành viên khác nhau thuộc các ngành Proteobacteria, Fibrobacteres và từ phân nhánh ứng cử OD1. Kỹ thuật thăm dò đồng vị ổn định DNA (SIP) đã được áp dụng để phân biệt các vi khuẩn chuyển hóa MCB thực tế với các thành viên khác trong cộng đồng. Nghiên cứu này lần đầu tiên tiết lộ sự đa dạng cấu trúc của một cộng đồng vi khuẩn chuyển hóa MCB trong điều kiện kỵ khí. Tuy nhiên, nó cũng chứng minh những hạn chế của SIP trong việc phát hiện các vi khuẩn chuyển hóa chậm các nguồn carbon dưới điều kiện kỵ khí.
Từ khóa
#Monochlorobenzen #vi khuẩn chuyển hóa #phân tích không phụ thuộc nuôi cấy #kỵ khí #đồng vị ổn định DNATài liệu tham khảo
Adrian L, Gorisch H (2002) Microbial transformation of chlorinated benzenes under anaerobic conditions. Res Microbiol 153:131–137
Agteren MHv, Keuning S, Janssen DB (1998) Handbook on biodegradation and biological treatment of hazardous organic compounds. Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, pp 363–378
Alfreider A, Vogt C, Babel W (2002) Microbial diversity in an in situ reactor system treating monochlorobenzene contaminated groundwater as revealed by 16S ribosomal DNA analysis. Syst Appl Microbiol 25:232–240
Anderson RT, Rooney-Varga JN, Gaw CV, Lovley DR (1998) Anaerobic benzene oxidation in the Fe(III) reduction zone of petroleum contaminated aquifers. Environ Sci Technol 32:1222–1229
Braeckevelt M et al (2007) Biodegradation of chlorobenzene in a constructed wetland treating contaminated groundwater. Water Sci Technol 56:57–62
Coates JD, Chakraborty R, McInerney MJ (2002) Anaerobic benzene biodegradation—a new era. Res Microbiol 153:621–628
Dohrmann AB, Tebbe CC (2005) Effect of elevated tropospheric ozone on the structure of bacterial communities inhabiting the rhizosphere of herbaceous plants native to Germany. Appl Environ Microbiol 71:7750–7758
Edwards EA, Grbić-Galić D (1992) Complete mineralization of benzene by aquifer microorganisms under strictly anaerobic conditions. Appl Environ Microbiol 58:2663–2666
Fahy A, McGenity TJ, Timmis KN, Ball AS (2006) Heterogeneous aerobic benzene-degrading communities in oxygen-depleted groundwaters. FEMS Microbiol Ecol 58:260–270
Fung JM, Weisenstein BP, Mack EE, Vidumsky JE, Ei TA, Zinder SH (2009) Reductive dehalogenation of dichlorobenzenes and monochlorobenzene to benzene in microcosms. Environ Sci Technol 43:2302–2307
Harris JK, Kelley ST, Pace NR (2004) New perspective on uncultured bacterial phylogenetic division OP11. Appl Environ Microbiol 70:845–849
Janssen PH, Schuhmann A, Bak F, Liesack W (1996) Disproportionation of inorganic sulfur compounds by the sulfate-reducing bacterium Desulfocapsai thiozymogenes gen. nov., sp. nov. Arch Microbiol 166:184–192
Kasai Y, Takahata Y, Manefield M, Watanabe K (2006) RNA-based stable isotope probing and isolation of anaerobic benzene-degrading bacteria from gasoline-contaminated groundwater. Appl Environ Microbiol 72:3586–3592
Kaschl A et al (2005) Isotopic fractionation indicates anaerobic monochlorobenzene biodegradation. Environ Toxicol Chem 24:1315–1324
Kodama Y, Watanabe K (2004) Sulfuricurvum kujiense gen. nov., sp nov., a facultatively anaerobic, chemolithoautotrophic, sulfur-oxidizing bacterium isolated from an underground crude-oil storage cavity. Int J Syst Evol Microbiol 54:2297–2300
Kunapuli U, Lueders T, Meckenstock RU (2007) The use of stable isotope probing to identify key iron-reducing microorganisms involved in anaerobic benzene degradation. ISME J 1:643–653
Lovley DR (2000) Anaerobic benzene degradation. Biodegradation 11:107–116
Lueders T, Manefield M, Friedrich MW (2004) Enhanced sensitivity of DNA- and rRNA-based stable isotope probing by fractionation and quantitative analysis of isopycnic centrifugation gradients. Environ Microbiol 6:73–78
Manefield M, Whiteley AS, Ostle N, Ineson P, Bailey MJ (2002) Technical considerations for RNA-based stable isotope probing: an approach to associating microbial diversity with microbial community function. Rapid Commun Mass Spectrom 16:2179–2183
Miyake D et al (2007) Thiosulfate oxidation by a moderately thermophilic hydrogen-oxidizing bacterium, Hydrogenophilus thermoluteolus. Arch Microbiol 188:199–204
Musat F, Widdel F (2008) Anaerobic degradation of benzene by a marine sulfate-reducing enrichment culture, and cell hybridization of the dominant phylotype. Environ Microbiol 10:10–19
Neufeld JD et al (2007a) DNA stable-isotope probing. Nat Protoc 2:860–866
Neufeld JD, Wagner M, Murrell JC (2007b) Who eats what, where and when? Isotope-labelling experiments are coming of age. ISME J 1:103–110
Nijenhuis I, Stelzer N, Kastner M, Richnow HH (2007) Sensitive detection of anaerobic monochlorobenzene degradation using stable isotope tracers. Environ Sci Technol 41:3836–3842
Nowak J, Kirsch NH, Hegemann W, Stan HJ (1996) Total reductive dechlorination of chlorobenzenes to benzene by a methanogenic mixed culture enriched from Saale river sediment. Appl Microbiol Biotechnol 45:700–709
Oka AR, Phelps CD, McGuinness LM, Mumford A, Young LY, Kerkhof LJ (2008) Identification of critical members in a sulfidogenic benzene-degrading consortium by DNA stable isotope probing. Appl Environ Microbiol 74:6476–6480
Phelps CD, Zhang X, Young LY (2001) Use of stable isotopes to identify benzoate as a metabolite of benzene degradation in a sulphidogenic consortium. Environ Microbiol 3:600–603
Radajewski S, McDonald IR, Murrell JC (2003) Stable-isotope probing of nucleic acids: a window to the function of uncultured microorganisms. Curr Opin Biotechnol 14:296–302
Sambrook J, Fritsch EF, Maniatis T (1989) Molecular cloning: a laboratory manual. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor
Schmalenberger A, Hodge S, Bryant A, Hawkesford MJ, Singh BK, Kertesz MA (2008) The role of Variovorax and other Comamonadaceae in sulfur transformations by microbial wheat rhizosphere communities exposed to different sulfur fertilization regimes. Environ Microbiol 10:1486–1500
Schwieger F, Tebbe CC (1998) A new approach to utilize PCR-single-strand-conformation polymorphism for 16S rRNA gene-based microbial community analysis. Appl Environ Microbiol 64:4870–4876
Stelzer N et al (2009) Integrative approach to delineate natural attenuation of chlorinated benzenes in anoxic aquifers. Environ Pollut 157:1800–1806
Sun W et al (2009) Molecular characterization and in situ quantification of anoxic arsenite-oxidizing denitrifying enrichment cultures. FEMS Microbiol Ecol 68:72–85
Vogt C, Simon D, Alfreider A, Babel W (2004) Microbial degradation of chlorobenzene under oxygen-limited conditions leads to accumulation of 3-chlorocatechol. Environ Toxicol Chem 23:265–270
Weelink SA et al (2008) Isolation and characterization of Alicycliphilus denitrificans strain BC, which grows on benzene with chlorate as the electron acceptor. Appl Environ Microbiol 74:6672–6681
Whitby C et al (2005) Stable isotope probing links taxonomy with function in microbial communities. ASM News 71:169–173
Whiteley AS, Manefield M, Lueders T (2006) Unlocking the ‘microbial black box’ using RNA-based stable isotope probing technologies. Curr Opin Biotechnol 17:67–71
Yagi JM, Sims D, Brettin T, Bruce D, Madsen EL (2009) The genome of Polaromonas naphthalenivorans strain CJ2, isolated from coal tar-contaminated sediment, reveals physiological and metabolic versatility and evolution through extensive horizontal gene transfer. Environ Microbiol 11:2253–2270
