Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Khử nước mô hiến tặng giác mạc trước với môi trường giàu polyethylene glycol (PEG)
Tóm tắt
Mô ghép hiến tặng phía trước (bao gồm vành giác mạc, không có màng Descemet) tăng độ dày và trở nên mờ đục khi được bảo quản trong môi trường nuôi cấy tạng (OC). Việc chuyển những mô ghép này sang môi trường khử nước chuẩn ngay trước khi cấy ghép không làm giảm độ dày của chúng về mức bình thường. Do đó, chúng tôi đã đánh giá hiệu quả của các môi trường khác nhau được tăng cường với polyethylene glycol (PEG) như các tác nhân khử nước cho mô ghép hiến tặng phía trước nuôi cấy tạng. Các mô ghép được thu hoạch và bảo quản trong môi trường OC thương mại ‘Max’ (không có dextran) trong 1 tuần, và sau đó được khử nước trong môi trường khử nước thương mại chuẩn ‘Jet’ (có dextran) bổ sung 4–20 % PEG3350, hoặc ‘Max’ được bổ sung 20 % PEG6000 và PEG20.000, hoặc 5–20 % PEG35.000. Độ dày giác mạc trung tâm (CCT), được đánh giá bằng quang học độ phân giải quang học trước khi khử nước và ở 1, 4 và 7 ngày khử nước, đã được đánh giá. Việc chuyển mô ghép sau 1 tuần nuôi cấy tạng (trung bình 1.200 μm) sang ‘Jet’ bổ sung PEG3350 cho thấy hiệu ứng phụ thuộc vào nồng độ của quá trình khử nước; CCT đã được phục hồi về mức bình thường (500–600 μm) khi thêm 10 % PEG3350. Tuy nhiên, độ trong suốt chỉ được phục hồi tạm thời; sau 1 ngày, các mô ghép đã trở nên mờ đục. Ngược lại, các mô ghép được chuyển sang ‘Max’ bổ sung 20 % PEG35.000 vẫn giữ được độ trong suốt trong suốt thời gian đánh giá, nhưng đã bị khử nước xuống dưới mức bình thường (trung bình 300 μm). ‘Max’ bổ sung 5 % PEG35.000 đã khử nước mô ghép về các giá trị bình thường và phục hồi được độ trong suốt trong suốt. Do đó, việc khử nước các mô ghép hiến tặng phía trước trước khi phẫu thuật trong môi trường OC không có dextran được bổ sung 5 % PEG35.000 giúp giảm độ dày mô ghép về mức bình thường và có thể tạo thuận lợi cho các thủ tục khâu giác mạc phía trước.
Từ khóa
#mô hiến tặng giác mạc #polyethylene glycol #khử nước #môi trường nuôi cấy tạng #độ dày giác mạc trung tâmTài liệu tham khảo
Borderie VM, Baudrimont M, Lopez M, Carvajal S, Laroche L (1997) Evaluation of the deswelling period in dextran-containing medium after corneal organ culture. Cornea 16:215–223
Foulks GN (2007) Clinical evaluation of the efficacy of PEG/PG lubricant eye drops with gelling agent (HP-Guar) for the relief of the signs and symptoms of dry eye disease: a review. Drugs Today (Barc) 43:887–896
Funderburgh JL, Mann MM, Funderburgh ML (2003) Keratocyte phenotype mediates proteoglycan structure: a role for fibroblasts in corneal fibrosis. J Biol Chem 278:45629–45637
Garagorri N, Fermanian S, Thibault R, Ambrose WM, Schein OD, Chakravarti S, Elisseeff J (2008) Keratocyte behavior in three-dimensional photopolymerizable poly(ethylene glycol) hydrogels. Acta Biomater 4:1139–1147
Groeneveld-van Beek EA, Lie JT, van der Wees J, Bruinsma M, Melles GR (2013) Standardized ‘no-touch’ donor tissue preparation for DALK and DMEK: harvesting undamaged anterior and posterior transplants from the same donor cornea. Acta Ophthalmol 91:145–150
Haque S, Jones L, Simpson T (2008) Thickness mapping of the cornea and epithelium using optical coherence tomography. Optom Vis Sci 85:963–976
Heindl LM, Riss S, Laaser K, Bachmann BO, Kruse FE, Cursiefen C (2011a) Split cornea transplantation for 2 recipients: review of the first 100 consecutive patients. Am J Ophthalmol 152:523–532
Heindl LM, Riss S, Bachmann BO, Laaser K, Kruse FE, Cursiefen C (2011b) Split cornea transplantation for 2 recipients: a new strategy to reduce corneal tissue cost and shortage. Ophthalmology 118:294–301
Heindl LM, Riss S, Adler W, Bucher F, Hos D, Cursiefen C (2013a) Split cornea transplantation: relationship between storage time of split donor tissue and outcome. Ophthalmology 120:899–907
Heindl LM, Riss S, Adler W, Steven P, Hos D, Cursiefen C (2013b) Corneal graft alterations after descemet stripping: implications for split cornea transplantation. JAMA Ophthalmol 131:687–689
Jester JV, Petroll WM, Cavanagh HD (1999) Corneal stromal wound healing in refractive surgery: the role of myofibroblasts. Prog Retin Eye Res 18:311–356
Lie JT, Groeneveld-van Beek EA, Ham L, van der Wees J, Melles GR (2010) More efficient use of donor corneal tissue with Descemet membrane endothelial keratoplasty (DMEK): two lamellar keratoplasty procedures with one donor cornea. Br J Ophthalmol 94:1265–1266
Neuzillet Y, Giraud S, Lagorce L, Eugene M, Debre P, Richard F, Barrou B (2006) Effects of the molecular weight of peg molecules (8, 20 and 35 KDA) on cell function and allograft survival prolongation in pancreatic islets transplantation. Transplant Proc 38:2354–2355
Nikolic L, Jovanovic V, Jankov MR 2nd (2010) One cornea for two patients: case report. Arq Bras Oftalmol 73:291–293
Pels E, Schuchard Y (1983) Organ-culture preservation of human corneas. Doc Ophthalmol 56:147–153
Pels E, Schuchard Y (1984–1985) The effects of high molecular weight dextran on the preservation of human corneas. Cornea 3:219–227
Redbrake C, Salla S, Nilius R, Becker J, Reim M (1997) A histochemical study of the distribution of dextran 500 in human corneas during organ culture. Curr Eye Res 16:405–411
Salla S, Redbrake C, Becker J, Reim M (1995) Remarks on the vitality of the human cornea after organ culture. Cornea 14:502–508
Sharma N, Agarwal P, Titiyal JS, Kumar C, Sinha R, Vajpayee RB (2011) Optimal use of donor corneal tissue: one cornea for two recipients. Cornea 30:1140–1144
Smith VA, Johnson TK (2012) Identification and evaluation of a thinning agent compatible with MegaCell DCS, an animal product-free corneal storage medium. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol 250:1777–1786
Sperling S (1979) Human corneal endothelium in organ culture. The influence of temperature and medium of incubation. Acta Ophthalmol (Copenh) 57:269–276
Vajpayee RB, Sharma N, Jhanji V, Titiyal JS, Tandon R (2007) One donor cornea for 3 recipients: a new concept for corneal transplantation surgery. Arch Ophthalmol 125:552–554
van der Want HJ, Pels E, Schuchard Y, Olesen B, Sperling S, Electron microscopy of cultured human corneas (1983) Osmotic hydration and the use of a dextran fraction (dextran T 500) in organ culture. Arch Ophthalmol 101:1920–1926
van Luijk CM, Bruinsma M, van der Wees J, Lie JT, Ham L, Melles GR (2012) Combined chlorhexidine and PVP-I decontamination of human donor eyes prior to corneal preservation. Cell Tissue Bank 13:333–339
Veckeneer M, Mohr A, Alharthi E, Azad R, Bashshur ZF, Bertelli E, Bejjani RA, Bouassida B, Bourla D, Crespo IC, Fahed C, Fayyad F, Mura M, Nawrocki J, Rivett K, Scharioth GB, Shkvorchenko DO, Szurman P, Van Wijck H, Wong IY, Wong DS, Frank J, Oellerich S, Bruinsma M, Melles GR (2014) Novel ‘heavy’ dyes for retinal membrane staining during macular surgery: multicenter clinical assessment. Acta Ophthalmol 92:339–344
Wolf AH, Welge-Lüssen UC, Priglinger S, Kook D, Grueterich M, Hartmann K, Kampik A, Neubauer AS (2009) Optimizing the deswelling process of organ-cultured corneas. Cornea 28:524–529
Zhao M, Thuret G, Piselli S, Pipparelli A, Acquart S, Peoc’h M, Dumollard JM, Gain P (2008) Use of poloxamers for deswelling of organ-cultured corneas. Invest Ophthalmol Vis Sci 49:550–559