Tương quan giữa hiệu suất bắt giữ với số Dean và các thành phần trong cảm biến miễn dịch vi mô không đồng nhất

Microfluidics and Nanofluidics - Tập 24 - Trang 1-15 - 2019
Shipra Verma1,2, Siddhartha Panda1,2,3
1Department of Chemical Engineering, Indian Institute of Technology Kanpur, Kanpur, India
2SAMTEL Centre for Display Technologies, Indian Institute of Technology Kanpur, Kanpur, India
3National Centre for Flexible Electronics, Indian Institute of Technology Kanpur, Kanpur, India

Tóm tắt

Trong các cảm biến miễn dịch vi mô không đồng nhất, việc nâng cao hiệu suất bắt giữ các kháng nguyên (Ag) trong các dung dịch mang nhờ vào các kháng thể (Ab) được cố định trên bề mặt giúp giảm giới hạn phát hiện và do đó phát hiện sớm bệnh. Hiệu suất bắt giữ phụ thuộc vào sự tương tác của các thông số vận chuyển, phản ứng và hình học của hệ thống. Phân tích chi tiết về hiệu suất bắt giữ được nâng cao do các dòng thứ cấp trong các cảm biến miễn dịch không đồng nhất vẫn chưa được chú ý đáng kể và là chủ đề của nghiên cứu hiện tại. Chúng tôi đã tiến hành một nghiên cứu hệ thống để quan sát tầm quan trọng của các lực thứ cấp tới hiệu suất bắt giữ, thể hiện dưới dạng nồng độ trung bình trên bề mặt (Cs,avg), trong các kênh xoắn ốc với các chiều dài khác nhau (l) và bán kính cong (Rc) như một hàm của số Reynolds (Re). Các quan sát thực nghiệm đã được xác thực bởi các mô phỏng số. Các nghiên cứu Micro-PIV ở các mặt phẳng và tiết diện khác nhau của các kênh vi mô xoắn ốc đã được thực hiện và khớp với các biểu đồ vận tốc mô phỏng. Sự điều tra thêm về quy trình và các thông số hình học đã được thực hiện bằng cách sử dụng mô phỏng số và hành vi của Cs,avg như một hàm của Re và Rc đã được vẽ cho các trường hợp khác nhau. Một điểm nổi bật của công trình hiện tại là các tương quan của Cs,avg như một hàm của số Dean (De), cũng như các thành phần của nó (Re và α). Các nghiên cứu khoa học về các thông số hình học và quy trình ảnh hưởng đến việc bắt giữ chất phân tích nâng cao hiểu biết về hiện tượng và các tương quan kỹ thuật được đề xuất sẽ hữu ích trong việc thiết kế các cảm biến miễn dịch vi mô không đồng nhất hiệu quả hơn.

Từ khóa

#cảm biến miễn dịch vi mô #hiệu suất bắt giữ #số Reynolds #số Dean #dòng thứ cấp

Tài liệu tham khảo

Art MS, Noblitt SD, Krummel AT et al (2018) IR-compatible PDMS microfluidic devices for monitoring of enzyme kinetics. Anal Chimica Acta 1021:95–102 Bange A, Halsall B, Heineman WR (2005) Microfluidic immunosensor systems. Biosens Bioelectron 20:2488–2503 Bhuvana M, Narayanan JS, Dharuman V et al (2013) Gold surface supported spherical liposome–gold nano-particle nano-composite for label free DNA sensing. Biosens Bioelectron 41:802–808 Brown AP, Anson FC (1977) Cyclic and differential pulse voltammetric behavior of reactants confined to the electrode surface. Anal Chem 49:1589–1595 Chauhan R, Singh J, Solanki PR (2016) Label-free piezoelectric immunosensor decorated with gold nanoparticles: kinetic analysis and biosensing application. Sens Actu B 222:804–814 Chen S et al (2019) microfluidic device directly fabricated on screen-printed electrodes for ultrasensitive electrochemical sensing of PSA. Nano Res Let 14:71 Chepyala R, Panda S (2013) Tunable surface free energies of functionalized molecular layers on Si surfaces for microfluidic immunosensor applications. App Surf Sci 271:77–85 Chepyala R, Panda S (2014) Zeta potential and Reynolds number correlations for electrolytic solutions in microfluidic immunosensor. Micro Nano 18:1329–1339 Di CM, Ting YY, Yang DZ et al (2019) Microchannel with stacked microbeads for separation o Plasma from whole blood. Chinese J Anal Chem 47(5):661–668 Dravid AN, Smith KA, Merrill EW, Brian PLT (1971) Effect of secondary fluid motion on laminar flow heat transfer in helically coiled tubes. AlChE J 17:1114–1122 Foley JO, Hossein AM, Fu E et al (2008) Experimental and model investigation of the time-dependent 2-dimensional distribution of binding in a herringbone microchannel. Lab Chip 8:557–564 Fujii T (2002) PDMS-based microfluidic devices for biomedical applications. Micro Electron Eng 61–62:907–914 Golden JP, Floyd-Smith TM, Rott DR et al (2007) Target delivery in a microfluidic immunosensor. Biosens Bioelectron 22:2763–2767 Hessel V, Lowe H, Schonfeld F (2005) Micromixers—a review on passive and active mixing principles. Chem Engg Sci 60:2479–2501 Hu G, Gao Y, Li D (2007) Modeling micropatterned antigen-antibody binding kinetics in a microfluidic chip. Biosens Bioelectron 22:1403–1409 Ibii T, Kaieda M, Hatakeyama S et al (2010) Direct immobilization of gold-binding antibody fragments for immunosensor applications. Anal Chem 82:4229–4235 Imran H, Manikandan PN, Prabhu D et al (2019a) Ultra selective label free electrochemical detection of cancer prognostic p53-antibody at DNA functionalized grapheme. Sens Bio-sens Res 23:100261 Imran H, Manikandan PN, Dharuman V (2019b) Ultra-sensitive and selective label free electrochemical DNA detection at layer-by-layer self-assembled graphene oxide and vesicle liposome nano-architecture. J Electro Anal Chem 835:10–21 Jeon W, Shin BC (2009) Design and simulation of passive mixing in microfluidic systems with geometric variations. Chem Engg J 152:575–582 Kadilak AL, Ying L, Shrestha S et al (2014) Selective deposition of chemically- bonded gold electrodes onto PDMS microchannel side walls. J Electroanal Chem 727:141–147 Kalita P, Singh J, Singh MK et al (2012) Ring like self-assembled Ni nanoparticles based biosensor for food toxin detection. Appl Phy Let 100:093702 Kirtland JD, McGraw GJ, Stroock AD (2006) Mass transfer to reactive boundaries from steady three-dimensional flows in microchannels. Phys Fluids 18:073602-1-13 Klink MJ, Iwuoha EI, Ebenso EE (2011) The electro-catalytic and redox-mediator effects of nanostructured PDMA-PSA modified-electrodes as phenol derivative sensors. Int J Electrochem Sci 6:2429–2442 Kumar V, Paraschivoiu M, Nigam KDP (2011) Single-phase fluid flow and mixing in microchannels. Chem Eng Sci 66:1329–1373 Lebedev K, Mafe S, Stroeve P (2006) Convection, diffusion and reaction in a surface-based biosensor: modeling of cooperativity and binding site competition on the surface and in the hydrogel. J Colloid Int Sci 296:527–537 Li N, Schwartz M, Zanetti CI (2009) PDMS compound adsorption in context. J Biomol Screen 14(2):194–202 Lynn NS, Homola JJ (2015) Biosensor enhancement using grooved micromixers: Part I, numerical studies. Anal Chem 87:5516–5523 Lynn NS, Sipova H, Adam P, Homola JJ (2013) Enhancement of affinity-based biosensors: effect of sensing chamber geometry on sensitivity. Lab Chip 13:1413–1421 Lynn NS, Lopez JIM, Bockova M et al (2014) Biosensing enhancement using passive mixing structures for microarray-based sensors. Biosens Bioelectron 54:506–514 Lynn NS, Bockova JM, Adam P, Homola J (2015) Biosensor enhancement using grooved micromixers: Part II, experimental studies. Anal Chem 87:5524–5530 Mandal MM, Kumar V, Nigam KDP (2010) Augmentation of heat transfer performance in coiled flow inverter vis-a-vis conventional heat exchanger. Chem Eng Sci 65:999–1007 Mandal MM, Aggarwal P, Nigam KDP (2011) Liquid-liquid mixing in coiled flow inverter. Ind Eng Chem Res 50:13230–13235 Meinhart CD, Wereley ST, Santiago JG (1999) PIV measurements of a microchannel flow. Exp Fluids 27:414–419 Meng-Di C et al (2019) Microchannel with stacked microbeads for separation of plasma from whole blood. Chin J Anal Chem 47(5):661–668 Nelson KE, Foley JO, Yager P (2007) Concentration gradient immunoassay. 1. An immunoassay based on interdiffusion and surface binding in a microchannel. Anal Chem 79:3542–3548 Rath D, Panda S (2015a) Enhanced capture efficiencies of antigens in immunosensors. Chem Eng J 60:657–670 Rath D, Panda S (2015b) Contribution of rotational diffusivity towards the transport of antigens in heterogeneous immunosensors. Analyst 140:6579–6587 Rath D, Panda S (2016) Correlation of capture efficiency with the geometry, transport, and reaction parameters in heterogeneous immunosensors. Langmuir 32:1410–1418 Rath D, Kumar S, Panda S (2012) Enhancement of antigen–antibody kinetics on nanotextured silicon surfaces in mixed non-flow systems. Mat Sci Eng C 32:2223–2229 Reverberi R, Reverberi L (2007) Factors affecting the antigen-antibody reaction. Blood Transfus 5:227–240 Singh J, Kalita P, Singh MK et al (2011) Nanostructured nickel oxide-chitosan film for application to cholesterol sensor. Appl Phy Let 98:123702 Solanki PR, Kaushik A, Ansari AA et al (2008) Zinc oxide-chitosan nanobiocomposite for urea sensor. Appl Phys Let 93:163903 Squires TM, Messinger RJ, Manalis SR (2008) Making it stick: convection, reaction and diffusion in surface-based biosensors. Nat Biotechnol 26:417–426 Srivastava S et al (2011) A self assembled monolayer based microfluidic sensor for ures detection. Nanoscale 3:2971–2977 Vijayendran RA, Leckband DE (2001) A quantitative qssessment of heterogeneity for surface-immobilized proteins. Anal Chem 73:471–480 Vijayendran RA, Motsegood KM, Beebe DJ, Leckband DE (2003) Evaluation of a three-dimensional micromixer in a surface-based biosensor. Langmuir 19:1824–1828 Wang S, Liu K, Liu J (2011) Highly efficient capture of circulating tumor cells by using nanostructured silicon substrates with integrated chaotic micromixers. Angew Chem Int Ed 50:3084–3088 Zhang F et al (2015) A microfluidic love-wave biosensing device for PSA detection based on an Aptamer Beacon Probe. Sensors 15:13839–13850 Zhang D, Ma J, Meng X et al (2019) Electrochemical aptamer-based microsensor for real-time monitoring of adenosine in vivo. Anal Chim Acta 1076:55–63 Zheng X, Silber ZH (2008) Measurement of velocity profiles in a rectangular microchannel with aspect ratio α = 0.35. Exp Fluids 44:951–959