Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
So sánh sự phát triển của biểu mô tuyến vú chuột bình thường và bất thường được nuôi cấy không có huyết thanh trên biomatrix từ tế bào tiền mỡ
Tóm tắt
Sự phát triển của các tế bào biểu mô tuyến vú chuột (MMEC) bình thường và ác tính trên một biomatrix từ vật liệu gắn vào bề mặt của các tế bào tiền mỡ 3T3-L1 đã được đánh giá nhằm thiết lập các điều kiện nuôi cấy phù hợp cho các nghiên cứu chuyển hóa mà không cần nhúng các tế bào vào gel. Biomatrix được chuẩn bị theo mô tả của Levine và Stockdale (18), và môi trường không có huyết thanh chứa albumin huyết thanh bò, insulin, progesterone, prolactin, và axit linoleic. Mỗi loại tế bào tạo ra một kiểu hình kiến trúc thuộc địa đặc trưng trong hệ thống nuôi cấy này. Tế bào từ chuột chưa sinh (vMMEC) thường tạo thành các cấu trúc ba chiều phức tạp giống như ống và phế nang; tế bào từ chuột mang thai (pMMEC) phát triển thành lớp đơn phẳng; và tế bào u bướu thường phát triển thành các khối nhiều lớp. Sự phát triển của tế bào được theo dõi bằng xét nghiệm cho succinate dehydrogenase. Tốc độ phát triển tương tự được tìm thấy cho đến Ngày 8 trong các nuôi cấy cell vMMEC và tế bào ung thư D2. Đến đây, sự phát triển của vMMEC chậm lại, trong khi các tế bào u bướu thường tiếp tục phát triển cho đến Ngày 14 đến 18. Sự gia tăng số lượng tế bào trong 18 ngày nuôi cấy lần lượt là 3, 7, 9, và 11 lần đối với các tế bào từ chuột mang thai và chưa mang thai, BALB/cfC3H và ung thư D2. Tỷ lệ tế bào trong pha S vào Ngày 2 của nuôi cấy là 9% cho pMMEC, 4 đến 11% cho tế bào u BALB/cfC3H, 20% cho vMMEC, và 24% cho tế bào u D2. Do đó, hệ thống nuôi cấy này thúc đẩy sự phát triển kéo dài của MMEC và mang lại một số lợi thế so với việc nhúng tế bào vào gel collagen. Nó do đó có thể áp dụng cho các nghiên cứu chuyển hóa in vitro với MMEC.
Từ khóa
#biểu mô tuyến vú chuột #tế bào tiền mỡ #nuôi cấy không có huyết thanh #nghiên cứu chuyển hóa #MMECTài liệu tham khảo
Aratani, Y.; Kitagawa, Y. Enhanced synthesis and secretion of type IV collagen and entactin during adipose conversion of 3T3-L1 cells and production of unorthodox laminin complex. J. Biol. Chem. 263:16163–16169; 1988.
Asch, B. B.; Asch, H. L. Structural components as markers of differentiation and neoplastic progression in mammary epithelial cells. In: Medina, D.; Kidwell, W.; Heppner, G., et al., eds. Cellular and molecular biology of mammary cancer. New York: Plenum Press; 1987:29–45.
Asch, B. B.; Burstein, N. A.; Vidrich, A., et al. Identification of mouse mammary epithelial cells by immunofluorescence with rabbit and guinea pig antikeratin antisera. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 78:5643–5647; 1981.
Asch, B. B.; Medina, D. Concanavalin A-induced agglutinability of normal, preneoplastic, and neoplastic mouse mammary cells. JNCI 61:1423–1430; 1979.
Barcellos-Hoff, M. H.; Aggeler, J.; Ram, T. G., et al. Functional differentiation and alveolar morphogenesis of primary mammary cultures on reconstituted basement membrane. Development 105:223–235; 1989.
Blum, J. L.; Ziegler, M.; Wicha, M. S. Regulation of rat mammary gene expression by extracellular matrix components. Exp. Cell Res. 173:322–340; 1987.
Cohen, S. M.; Ellwein, L. B. Cell proliferation in carcinogenesis. Science 249:1007–1011; 1990.
Denizot, F.; Lang, R. Rapid colorimetric assay for cell growth and survival. Modifications to the tetrazolium dye procedure giving improved sensitivity and reliability. J. Immunol. Methods 89:271–277; 1986.
Green, H.; Kehinde, O. Sublines of mouse 3T3 cells that accumulate lipid. Cell 1:113–116; 1974.
Guzman, R. C.; Osborn, R. C.; Bartley, J. C., et al.In vitro transformation of mouse mammary epithelial cells grown serum-free inside collagen gels. Can. Res. 47:275–289; 1987.
Hahm, H. A.; Ip, M. M. Primary culture of normal rat mammary epithelial cells within a basement membrane matrix. I. Regulation of proliferation by hormones and growth factors. In Vitro Cell. Dev. Biol. 26:791; 1990.
Haslam, S. Z. Mammary fibroblast influence on normal mouse mammary epithelial cell responses to estrogenin vitro. Can. Res. 45:310–316; 1986.
Haslam, S. Z.; Levely, M. L. Estrogen responsiveness of normal mouse mammary cells in primary cell culture: association of mammary fibroblasts with estrogenic regulation of progesterone receptors. Endocrinology 116:1835–1844; 1985.
Hosick, H. L. A note on growth patterns of epithelial tumor cells in primary culture. Can. Res 34:259–261; 1974.
Imagawa, W.; Tomooka, Y.; Nandi, S. Serum-free growth of normal and tumor mouse mammary epithelial cells in primary culture. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 79:4074–4077; 1982.
Imagawa, W.; Tomooka, Y.; Nandi, S. Stimulation of mammary epithelial cell growthin vitro: interaction of epidermal growth factor and mammogenic hormones. Endocrinology 116:1514–1524; 1985.
Levay-Young, B. K.; Imagawa, W.; Yang, J., et al. Primary culture systems for mammary biology studies. In: Medina, D.; Kidwell, W.; Heppner, G., et al., eds. Cellular and molecular biology of mammary cancer. New York: Plenum Press; 1987:181–203.
Levine, J. F.; Stockdale, F. E. 3T3-L1 adipocytes promote the growth of mammary epithelium. Exp. Cell Res. 151:112–122; 1984.
Majumder, G. C.; Turkington, R. W. Stimulation of mammary epithelial cell proliferationin vitro by protein factor(s) present in serum. Endocrinology 88:1506–1510; 1971.
Medina, D.; De Ome, K. B. Effects of various oncogenic agents on tumor-producing capabilities of series D BALB/c mammary nodule outgrowth lines. JNCI 45:353–363; 1970.
Medina, D.; Oborn, C. J. Growth of preneoplastic mammary epithelial cells in serum-free medium. Can. Res. 40:3982–3987; 1980.
Miller, F. R.; McEachern, D.; Miller, B. E. Growth regulation of mouse mammary tumor cells in collagen gel cultures by diffusible factors produced by normal mammary gland epithelium and stromal fibroblasts. Can. Res. 49:6091–6097; 1989.
Miyamoto, S.; Guzman, R. C.; Osborn, R. C., et al. Neoplastic transformation of mouse mammary epithelial cells byin vitro exposure to N-methyl-N-nitrosourea. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 85:477–481; 1988.
Mossman, T. Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: application to proliferation and cytotoxicity assays. J. Immunol. Methods 65:55–63; 1983.
Pollard, J. H. A handbook of numerical and statistical techniques with examples mainly from the life sciences. England: Cambridge University Press; 1977:175–177.
Raza, A.; Preisler, H. D.; Mayers, G. L., et al. Rapid enumeration of S-phase cells by means of monoclonal antibodies. N. Engl. J. Med. 310:991; 1984.
Reichmann, E.; Ball, R.; Groner, B., et al. New mammary epithelial and fibroblastic cell clones in coculture form structures competent to differentiate functionally. J. Cell Biol. 108:1127–1138; 1989.
Reid, L. M. Stem cell biology, hormone/matrix synergies and liver differentiation. Curr. Opin. Cell Biol. 2:121–130; 1990.
Richards, J.; Nandi, S. Primary culture of rat mammary epithelial cells. 1. Effect of plating density, hormones, and serum on DNA synthesis. JNCI 61:765–771; 1978.
Shamay, A.; Gertler, A. A model forin vitro proliferation of undifferentiated bovine mammary epithelial cells. Cell Biol. Int. Rep. 10:923–939; 1986.
Soule, H. D.; McGrath, C. M. A simplified method for passage and long-term growth of human mammary epithelial cells. In Vitro Cell. Dev. Biol. 22:6–11; 1986.
Streuli, C. H.; Bissell, M. J. Expression of extracellular matrix components is regulated by substratum. J. Cell Biol. 110:1405–1415; 1990.
Vaage, J.; Linblad, W. J. Production of collagen type I by mouse peritoneal macrophages. J. Leukocyte Biol. 48:274–280; 1990.
Voyles, B. A.; McGrath, C. M. Markers to distinguish normal and neoplastic mammary epithelial cellsin vitro: comparison of saturation density, morphology and concanavalin A reactivity. Int. J. Cancer 18:498–509; 1976.
Wiens, D.; Park, C. S.; Stockdale, F. E. Milk protein expression and ductal morphogenesis in the mammary glandin vitro: hormone-dependent and -independent phases of adipocyte-mammary epithelial cell interaction. Dev. Biol. 120:245–258; 1987.
Yang, J.; Richards, J.; Guzman, R., et al. Sustained growth in primary culture of normal mammary epithelial cells embedded in collagen gels. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 77:2088–2092; 1980.