Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Xâm lấn của Vi khuẩn Ký sinh Đối kháng với Ralstonia solanacearum, Tác nhân Gây Bệnh Héo Bacterial trên Cây Cà Tím
Proceedings of the National Academy of Sciences, India Section B: Biological Sciences - Tập 89 - Trang 585-593 - 2018
Tóm tắt
Bệnh héo do tác nhân gây bệnh mạch máu Ralstonia solanacearum là một rào cản lớn cho việc trồng cây cà tím (Solanum melongena L.) ở bang Goa, Ấn Độ. Ba chủng vi khuẩn ký sinh được phân lập từ nhựa mạch của cây cà tím và có khả năng đối kháng với R. solanacearum đã được đánh giá về khả năng xâm lấn trên giống cà tím Agassaim trong điều kiện nhà kính. Kết quả cho thấy các đột biến kháng rifampicin XB1R (Agrobacterium tumefaciens), XB99R (Enterobacter sp.) và XB177R (Bacillus cereus) thể hiện mức độ xâm lấn khác nhau lên các mô ký sinh và đất rễ của cây cà tím. XB177R cho thấy khả năng xâm lấn hiệu quả nhất trên cây cà tím, từ vùng rễ (6.5 Log cfu g−1) đến lá (4.34 Log cfu g−1) trong vòng 30 ngày sau khi nhiễm. Protein huỳnh quang xanh được gắn với XB177 đã xâm lấn mặt rễ, vỏ và các ống mạch của cây cà tím trong điều kiện nhà kính. Các nghiên cứu về sự thay đổi trong quần thể của XB177R trong quá trình nhiễm bệnh héo bacterial cho thấy quần thể ký sinh của nó đạt 5.48 log cfu g−1 trọng lượng tươi và quần thể vùng rễ đạt 6.18 log cfu g−1 tại đất rễ là cần thiết để kiểm soát bệnh héo bacterial trên cây cà tím. Hơn nữa, việc điều trị trước khi trồng cây cà tím được cho là điều kiện tiên quyết quan trọng để ngăn ngừa hiệu quả bệnh héo do các vi khuẩn đối kháng. Nghiên cứu này chứng minh tầm quan trọng của khả năng xâm lấn thực vật của các vi khuẩn đối kháng trong việc kiểm soát bệnh héo bacterial.
Từ khóa
#Ralstonia solanacearum #vi khuẩn ký sinh #cây cà tím #bệnh héo bacterial #khả năng xâm lấnTài liệu tham khảo
Reinhold-Hurek B, Hurek T (2011) Living inside plants: bacterial endophytes. Curr Opin Plant Biol 14:435–443
Mendes R, Garbeva P, Raaijmakers JM (2013) The rhizosphere microbiome: significance of plant beneficial, plant pathogenic, and human pathogenic microorganisms. FEMS Microbiol Rev 37:634–663
Tan S, Jiang Y, Song S, Huang J, Ling N, Xu Y, Shen Q (2013) Two Bacillus amyloliquefaciens strains isolated using the competitive tomato root enrichment method and their effects on suppressing R. solanacearum and promoting tomato plant growth. Crop Prot 43:134–140. https://doi.org/10.1016/j.cropro.2012.08.003
Achari GA, Ramesh R (2014) Diversity, biocontrol, and plant growth promoting abilities of xylem residing bacteria from solanaceous crops. Int J Microbiol. https://doi.org/10.1155/2014/296521
Götz M, Gomes NCM, Dratwinski A, Costa R, Berg G, Peixoto R, Mendonca-Hagler L, Smalla K (2006) Survival of gfp-tagged antagonistic bacteria in the rhizosphere of tomato plants and their effects on the indigenous bacterial community. FEMS Microbiol Ecol 56:207–218
Ji X, Lu G, Gai Y, Zheng C, Mu Z (2008) Biological control against bacterial wilt and colonization of mulberry by an endophytic Bacillus subtilis strain. FEMS Microbiol Ecol 65:565–573
Ghirardi S, Dessaint F, Mazurier S, Corberand T, Raaijmakers JM, Meyer J-M, Dessaux Y, Lemanceau P (2012) Identification of traits shared by rhizosphere-competent strains of fluorescent Pseudomonads. Microb Ecol 64:725–737
Ji X, Lu G, Gai Y, Gao H, Lu B, Kong L, Mu Z (2010) Colonization of Morus alba L. by the plant growth-promoting and antagonistic bacterium Burkholderia cepacia strain Lu10-1. BMC Microbiol 10:243. http://www.biomedcentral.com/1471-2180/10/243
Ramesh R, Achari GA, Gaitonde S (2014) Genetic diversity of Ralstonia solanacearum infecting solanaceous vegetables from India reveals the existence of unknown or newer sequevars of Phylotype I strains. Eur J Plant Pathol 140:543–562. https://doi.org/10.1007/s10658-014-0487-5
Achari GA, Ramesh R (2015) Characterization of bacteria degrading 3-hydroxy palmitic acid methyl ester (3OH-PAME), a quorum sensing molecule of Ralstonia solanacearum. Lett Appl Microbiol 60(5):447–455. https://doi.org/10.1111/lam.12389
Versalovic J, Scheider M, de Bruijn FJ, Lupski JR (1994) Genomic fingerprinting of bacteria using repetitive sequence based polymerase chain reaction. Method Mol Cell Biol 5:25–40
Ramesh R, Phadke GS (2012) Rhizosphere and endophytic bacteria for the suppression of eggplant wilt caused by Ralstonia solanacearum. Crop Prot 37:35–41
Buyer SJ (1995) A soil and rhizosphere microorganism isolation and enumeration medium that inhibits Bacillus mycoides. Appl Environ Microbiol 61(5):1839–1842
SAS Institute (2012) SAS/STAT User’s Guide, Version 9.2, 4(1). SAS Institute, Cary
Dunn AK, Handelsman J (1999) A vector for promoter trapping in Bacillus cereus. Gene 226:297–305
Dunn AK, Klimocwicz AK, Handelsman J (2003) Use of a promoter trap to identify Bacillus cereus genes regulated by tomato seed exudate and a rhizosphere resident, Pseudomonas aureofaciens. Appl Environ Microbiol 69(2):1197–1205
Ramos HJO, Roncato-Maccari LDB, Souza EM, Soares-Ramos JRL, Hungria M, Pedrosa FO (2002) Monitoring Azospirillum-wheat interactions using the gfp and gusA genes constitutively expressed from a new broad-host range vector. J Biotechnol 97:243–252
Germaine K, Keogh E, Garcia-Cabellos G, Borremans B, van der Lelie D, Barac T, Oeyen L, Vangronsveld J, Porteous Moore F, Moore ERB, Campbell CD, Ryan D, Dowling DN (2004) Colonisation of poplar trees by GFP expressing bacterial endophytes. FEMS Microbiol Ecol 48:109–118
Compant S, Reiter B, Sessitsch A, Nowak J, Clement C, Barka EA (2005) Endophytic colonization of Vitis vinifera L. by plant growth-promoting bacterium Burkholderia sp. strain PsJN. Appl Environ Microbiol 71(4):1685–1693
Verma SC, Ladha JK, Tripathi AK (2001) Evaluation of plant growth promoting and colonization ability of endophytic diazotrophs from deep water rice. J Biotechnol 91:127–141
Saleh OI, Huang PY, Huang JS (1997) Bacillus pumilus, the cause of bacterial blotch of immature balady peach in Egypt. J Phytopathol 145(10):447–453
Timmusk S, Grantcharova N, Wagner EG (2005) Paenibacillus polymyxa invades plant roots and forms biofilms. Appl Environ Microbiol 71:7292–7300
Taghavi S, van der Lelie D, Hoffman A, Zhang Y-B, Walla MD et al (2010) Genome sequence of the plant growth promoting endophytic bacterium Enterobacter sp. 638. PLoS Genet 6(5):e1000943. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1000943
Buschart A, Sachs S, Chen X, Herglotz J, Krause A, Reinhold-Hurek B (2012) Flagella mediate endophytic competence rather than act as MAMPS in Rice-Azoarcus sp. strain BH72 interactions. Mol Plant Microbe Interact 25(2):191–199
Melnick RL, Zidack NK, Bailey BA, Maximova SN, Guiltinan M, Backman PA (2008) Bacterial endophytes: Bacillus spp. from annual crops as potential biological control agents of black pod rot of cacao. Biol Control 46:46–56
Tkalec M, Car D, Gospocic J, Kirziac I, Duz K, Vidakovic-Cifrek K (2012) Response of Kalanchoe daigremontiana to wounding and infection with Agrobacterium tumefaciens. Period Biol 114(1):83–90
Anuratha CS, Gnanamanickam SS (1990) Biological control of bacterial wilt caused by Pseudomonas solanacearum in India with antagonistic bacteria. Plant Soil 124(1):109–116
Santiago TR, Grabowski C, Rossato M, Romeiro RS, Mizubuti ES (2015) Biological control of eucalyptus bacterial wilt with rhizobacteria. Biol Control 80:14–22
Rahman MM, Ali ME, Khan AA, Akanda AM, Uddin MdK, Hashim U, Abd Hamid SB (2012) Isolation, characterization, and Identification of biological control agent for potato soft rot in Bangladesh. Sci World J. https://doi.org/10.1100/2012/723293
Chen Y, Yan F, Chai Y, Liu H, Kolter R, Losick R, Guo JH (2013) Biocontrol of tomato wilt disease by Bacillus subtilis isolates from natural environments depends on conserved genes mediating biofilm formation. Environ Microbiol 15(3):848–864