Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Bradymonabacteria, một nhóm vi khuẩn ăn thịt mới với các chiến lược sinh tồn đa năng trong môi trường mặn
Tóm tắt
Sự săn đuổi vi khuẩn là một lực chọn lọc quan trọng trong cấu trúc và động lực cộng đồng vi sinh vật. Tuy nhiên, chỉ có một số lượng hạn chế vi khuẩn săn mồi đã được ghi nhận, và các chiến lược săn mồi cùng sự thích nghi tiến hóa của chúng vẫn còn mơ hồ. Gần đây, chúng tôi đã phân lập được một nhóm vi khuẩn săn mồi mới, Bradymonabacteria, đại diện cho bộ Bradymonadales mới trong δ-Proteobacteria. So với những vi khuẩn săn mồi khác (ví dụ: Myxococcales và Bdellovibrionales), chiến lược và cách sống của Bradymonadales vẫn còn chưa được biết đến nhiều. Dựa trên việc nuôi cấy phối hợp riêng lẻ giữa Bradymonabacteria với 281 vi khuẩn mồi, Bradymonabacteria đã săn mồi trên nhiều loại vi khuẩn nhưng có sự ưa thích cao đối với Bacteroidetes. Phân tích gen của 13 chủng Bradymonabacteria vừa được giải mã phân tử cho thấy những vi khuẩn này có sự thiếu hụt chuyển hóa rõ rệt, nhưng chúng có khả năng tổng hợp nhiều polymer, chẳng hạn như polyphosphate và polyhydroxyalkanoates. Phân tích chuỗi phiên mã kép của các nuôi cấy phối hợp giữa Bradymonabacteria và mồi gợi ý một cơ chế săn mồi phụ thuộc vào tiếp xúc tiềm năng. Phân tích gen so sánh với 24 vi khuẩn săn mồi khác cho thấy rằng Bradymonabacteria có các chiến lược săn mồi và sinh sống khác nhau. Hơn nữa, chúng tôi đã xác định Bradymonadales từ 1552 mẫu giải trình tự amplicon 16S rRNA công khai, cho thấy Bradymonadales phân bố rộng rãi và có mật độ cao trong các môi trường mặn. Phân tích phát sinh loài cho thấy có thể có sáu tiểu nhóm trong bộ này; mỗi tiểu nhóm chiếm một môi trường sống khác nhau. Bradymonabacteria có các chiến lược sống độc đáo nằm ở giữa các "loài ăn thịt bắt buộc" và cái gọi là "loài ăn thịt tùy ý". Do đó, chúng tôi đề xuất một khung phân loại các vi khuẩn săn mồi hiện tại thành 3 nhóm: (i) vi khuẩn ăn thịt bắt buộc (hoàn toàn phụ thuộc vào mồi), (ii) vi khuẩn ăn thịt tùy ý (tùy ý phụ thuộc vào mồi), và (iii) vi khuẩn ăn thịt cơ hội (không phụ thuộc vào mồi). Các phát hiện của chúng tôi cung cấp một khung sinh thái và tiến hóa cho Bradymonadales và nhấn mạnh vai trò sinh thái tiềm năng của chúng trong các môi trường mặn.
Từ khóa
#vi khuẩn săn mồi #Bradymonabacteria #môi trường mặn #chiến lược sinh tồn #δ-ProteobacteriaTài liệu tham khảo
Young KD. The selective value of bacterial shape. Microbiol Mol Biol R. 2006;70(3):660–703.
Chauhan A, Cherrier J, Williams HN. Impact of sideways and bottom-up control factors on bacterial community succession over a tidal cycle. P Natl Acad Sci USA. 2009;106(11):4301–6.
Johnke J, Cohen Y, de Leeuw M, Kushmaro A, Jurkevitch E, Chatzinotas A. Multiple micro-predators controlling bacterial communities in the environment. Curr Opin Biotech. 2014;27:185–90.
Li HH, Chen C, Sun QP, Liu RL, Cai JP. Bdellovibrio and like organisms enhanced growth and survival of Penaeus monodon and altered bacterial community structures in its rearing water. Appl Environ Microb. 2014;80(20):6346–54.
Martinez V, Jurkevitch E, Garcia JL, Prieto MA. Reward for Bdellovibrio bacteriovorus for preying on a polyhydroxyalkanoate producer. Environ Microbiol. 2013;15(4):1204–15.
Richards GP, Fay JP, Dickens KA, Parent MA, Soroka DS, Boyd EF. Predatory bacteria as natural modulators of Vibrio parahaemolyticus and Vibrio vulnificus in seawater and oysters. Appl Environ Microb. 2012;78(20):7455–66.
Williams HN, Lymperopoulou DS, Athar R, Chauhan A, Dickerson TL, Chen H, et al. Halobacteriovorax, an underestimated predator on bacteria: potential impact relative to viruses on bacterial mortality. ISME J. 2016;10(2):491–9.
Chen H, Laws EA, Martin JL, Berhane TK, Gulig PA, Williams HN. Relative contributions of Halobacteriovorax and bacteriophage to bacterial cell death under various environmental conditions. Mbio. 2018;9(4):e01202–18.
Perez J, Moraleda-Munoz A, Marcos-Torres FJ, Munoz-Dorado J. Bacterial predation: 75 years and counting! Environ Microbiol. 2016;18(3):766–79.
Cabrera G, Perez R, Gomez JM, Abalos A, Cantero D. Toxic effects of dissolved heavy metals on Desulfovibrio vulgaris and Desulfovibrio sp. strains. J Hazard Mater. 2006;135(1-3):40–6.
Im H, Dwidar M, Mitchell RJ. Bdellovibrio bacteriovorus HD100, a predator of gram-negative bacteria, benefits energetically from Staphylococcus aureus biofilms without predation. Isme J. 2018;12(8):2090–5.
Sockett RE. Predatory lifestyle of Bdellovibrio bacteriovorus. Annu Rev Microbiol. 2009;63:523–39.
Hespell RB, Thomashow MF, Rittenberg SC. Changes in cell composition and viability of Bdellovibrio bacteriovorus during starvation. Arch Microbiol. 1974;97(4):313–27.
Hobley L, Lerner TR, Williams LE, Lambert C, Till R, Milner DS, et al. Genome analysis of a simultaneously predatory and prey-independent, novel Bdellovibrio bacteriovorus from the river Tiber, supports in silico predictions of both ancient and recent lateral gene transfer from diverse bacteria. BMC Genomics. 2012;13:670.
Pasternak Z, Pietrokovski S, Rotem O, Gophna U, Lurie-Weinberger MN, Jurkevitch E. By their genes ye shall know them: genomic signatures of predatory bacteria. Isme J. 2013;7(4):756–69.
Tang BL, Yang J, Chen XL, Wang P, Zhao HL, Su HN, et al. A predator-prey interaction between a marine Pseudoalteromonas sp and Gram-positive bacteria. Nat Commun. 2020;11:285.
Wang ZJ, Liu QQ, Zhao LH, Du ZJ, Chen GJ. Bradymonas sediminis gen. Nov., sp. nov., isolated from coastal sediment, and description of Bradymonadaceae fam. Nov. and Bradymonadales Ord. Nov. Int J Syst Evol Microbiol. 2015;65(5):1542–9.
Wang S, Mu DS, Zheng WS, Du ZJ. Complete genome sequence of Bradymonas sediminis FA350T, the first representative of the order Bradymonadales. Mar Genomics. 2019;46(4):62–5.
Hahn MW, Schmidt J, Koll U, Rohde M, Verbarg S, Pitt A, et al. Silvanigrella aquatica gen. Nov., sp. nov., isolated from a freshwater lake, description of Silvanigrellaceae fam. Nov. and Silvanigrellales Ord. Nov., reclassification of the order Bdellovibrionales in the class Oligoflexia, reclassification of the families Bacteriovoracaceae and Halobacteriovoraceae in the new order Bacteriovoracales Ord. Nov., and reclassification of the family Pseudobacteriovoracaceae in the order Oligoflexales. Int J Syst Evol Microbiol. 2017;67(8):2555–68.
Zhou XW, Li SG, Li W, Jiang DM, Han K, Wu ZH, et al. Myxobacterial community is a predominant and highly diverse bacterial group in soil niches. Env Microbiol Rep. 2014;6(1):45–56.
Jiang DM, Kato C, Zhou XW, Wu ZH, Sato T, Li YZ. Phylogeographic separation of marine and soil myxobacteria at high levels of classification. ISME J. 2010;4(12):1520–30.
Mu DS, Liang QY, Wang XM, Lu DC, Shi MJ, Chen GJ, et al. Metatranscriptomic and comparative genomic insights into resuscitation mechanisms during enrichment culturing. Microbiome. 2018;6(1):230.
Guo LY, Li CM, Wang S, Mu DS, Du ZJ. Lujinxingia litoralis gen. Nov., sp. nov. and Lujinxingia sediminis sp. nov., two new representatives in the order Bradymonadales. Int J Syst Evol Microbiol. 2019. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.003556.
Kim M, Kang O, Zhang Y, Ren L, Chang X, Jiang F, et al. Sphingoaurantiacus polygranulatus gen. Nov., sp. nov., isolated from high-Arctic tundra soil, and emended descriptions of the genera Sandarakinorhabdus, Polymorphobacter and Rhizorhabdus and the species Sandarakinorhabdus limnophila, Rhizorhabdus argentea and Sphingomonas wittichii. Int J Syst Evol Microbiol. 2016;66(1):91–100.
Vavourakis CD, Andrei AS, Mehrshad M, Ghai R, Sorokin DY, Muyzer G. A metagenomics roadmap to the uncultured genome diversity in hypersaline soda lake sediments. Microbiome. 2018;6(1):168.
Jain C, Rodriguez RL, Phillippy AM, Konstantinidis KT, Aluru S. High throughput ANI analysis of 90 K prokaryotic genomes reveals clear species boundaries. Nat Commun. 2018;9(1):5114.
Gil R, Silva FJ, Pereto J, Moya A. Determination of the core of a minimal bacterial gene set. Microbiol Mol Biol Rev. 2004;68(3):518–37.
Avidan O, Petrenko M, Becker R, Beck S, Linscheid M, Pietrokovski S, et al. Identification and characterization of differentially-regulated type IVb pilin genes necessary for predation in obligate bacterial predators. Sci Rep. 2017;7(1):1013.
Duncan MC, Gillette RK, Maglasang MA, Corn EA, Tai AK, Lazinski DW, et al. High-throughput analysis of gene function in the bacterial predator Bdellovibrio bacteriovorus. MBio. 2019;10(3):e01040–19.
Dietsche T, Tesfazgi Mebrhatu M, Brunner MJ, Abrusci P, Yan J, Franz-Wachtel M, et al. Structural and functional characterization of the bacterial type III secretion export apparatus. PLoS Pathog. 2016;12(12):e1006071.
Li J, Chen G, Wu H, Webster JM. Identification of two pigments and a hydroxystilbene antibiotic from Photorhabdus luminescens. Appl Environ Microbiol. 1995;61(12):4329–33.
Nevermann J, Silva A, Otero C, Oyarzun DP, Barrera B, Gil F, et al. Identification of genes involved in biogenesis of outer membrane vesicles (OMVs) in Salmonella enterica Serovar Typhi. Front Microbiol. 2019;10:104.
Liu C, Liu Y, Xu XX, Wu H, Xie HG, Chen L, et al. Potential effect of matrix stiffness on the enrichment of tumor initiating cells under three-dimensional culture conditions. Exp Cell Res. 2015;330(1):123–34.
Grote J, Schott T, Bruckner CG, Glockner FO, Jost G, Teeling H, et al. Genome and physiology of a model Epsilonproteobacterium responsible for sulfide detoxification in marine oxygen depletion zones. Proc Natl Acad Sci U S A. 2012;109(2):506–10.
Fukui T, Shiomi N, Doi Y. Expression and characterization of (R)-specific enoyl coenzyme a hydratase involved in polyhydroxyalkanoate biosynthesis by Aeromonas caviae. J Bacteriol. 1998;180(3):667–73.
Sukovich DJ, Seffernick JL, Richman JE, Hunt KA, Gralnick JA, Wackett LP. Structure, function, and insights into the biosynthesis of a head-to-head hydrocarbon in Shewanella oneidensis strain MR-1. Appl Environ Microbiol. 2010;76(12):3842–9.
Rendulic S, Jagtap P, Rosinus A, Eppinger M, Baar C, Lanz C, et al. A predator unmasked: life cycle of Bdellovibrio bacteriovorus from a genomic perspective. Science. 2004;303(5658):689–92.
Munoz-Dorado J, Marcos-Torres FJ, Garcia-Bravo E, Moraleda-Munoz A, Perez J. Myxobacteria: moving, killing, feeding, and surviving together. Front Microbiol. 2016;7:781.
Welsh RM, Zaneveld JR, Rosales SM, Payet JP, Burkepile DE, Thurber RV. Bacterial predation in a marine host-associated microbiome. Isme J. 2016;10(6):1540–4.
Nayfach S, Shi ZJ, Seshadri R, Pollard KS, Kyrpides NC. New insights from uncultivated genomes of the global human gut microbiome. Nature. 2019;568(7753):505–10.
Black PN, DiRusso CC. Transmembrane movement of exogenous long-chain fatty acids: proteins, enzymes, and vectorial esterification. Microbiol Mol Biol Rev. 2003;67(3):454–72.
Morris JJ, Lenski RE, Zinser ER. The Black queen hypothesis: evolution of dependencies through adaptive gene loss. Mbio. 2012;3(2):00036–12.
Cole ST, Eiglmeier K, Parkhill J, James KD, Thomson NR, Wheeler PR, et al. Massive gene decay in the leprosy bacillus. Nature. 2001;409(6823):1007–11.
Saunders AM, Mabbett AN, McEwan AG, Blackall LL. Proton motive force generation from stored polymers for the uptake of acetate under anaerobic conditions. FEMS Microbiol Lett. 2007;274(2):245–51.
Kim KS, Rao NN, Fraley CD, Kornberg A. Inorganic polyphosphate is essential for long-term survival and virulence factors in Shigella and Salmonella spp. P Natl Acad Sci USA. 2002;99(11):7675–80.
Ratcliff WC, Kadam SV, Denison RF. Poly-3-hydroxybutyrate (PHB) supports survival and reproduction in starving rhizobia. FEMS Microbiol Ecol. 2008;65(3):391–9.
Moller L, Laas P, Rogge A, Goetz F, Bahlo R, Leipe T, et al. Sulfurimonas subgroup GD17 cells accumulate polyphosphate under fluctuating redox conditions in the Baltic Sea: possible implications for their ecology. Isme J. 2019;13(2):482–93x.
Kuroda A, Nomura K, Ohtomo R, Kato J, Ikeda T, Takiguchi N, et al. Role of inorganic polyphosphate in promoting ribosomal protein degradation by the Lon protease in E. coli. Science. 2001;293(5530):705–8.
Granato ET, Meiller-Legrand TA, Foster KR. The evolution and ecology of bacterial warfare. Curr Biol. 2019;29(11):R521–R37.
Chamot-Rooke J, Mikaty G, Malosse C, Soyer M, Dumont A, Gault J, et al. Posttranslational modification of pili upon cell contact triggers N. meningitidis dissemination. Science. 2011;331(6018):778–82.
Ellison CK, Dalia TN, Ceballos AV, Wang JCY, Biais N, Brun YV, et al. Retraction of DNA-bound type IV competence pili initiates DNA uptake during natural transformation in Vibrio cholerae. Nat Microbiol. 2018;3(7):773–80.
Craig L, Forest KT, Maier B. Type IV pili: dynamics, biophysics and functional consequences. Nat Rev Microbiol. 2019;17(7):429–40.
Ruhe ZC, Subramanian P, Song KH, Nguyen JY, Stevens TA, Low DA, et al. Programmed secretion arrest and receptor-triggered toxin export during antibacterial contact-dependent growth inhibition. Cell. 2018;175(4):921–33.
Fernandez-Gomez B, Richter M, Schuler M, Pinhassi J, Acinas SG, Gonzalez JM, et al. Ecology of marine Bacteroidetes: a comparative genomics approach. Isme J. 2013;7(5):1026–37.
Legrand TPRA, Catalano SR, Wos-Oxley ML, Fran S, Matt L, Bansemer MS, et al. The inner workings of the outer surface: skin and gill microbiota as indicators of changing gut health in yellowtail kingfish. Front Microbiol. 2018;8:2664.
Mu D, Zhao J, Wang Z, Chen G, Du Z. Draft genome sequence of Algoriphagus sp. strain NH1, a multidrug-resistant bacterium isolated from coastal sediments of the northern Yellow Sea in China. Genome Announc. 2016;4(1):e01555–15.
Qin QL, Xie BB, Zhang XY, Chen XL, Zhou BC, Zhou JZ, et al. A proposed genus boundary for the prokaryotes based on genomic insights. J Bacteriol. 2014;196(12):2210–5.
Mu DS, Yu XX, Xu ZX, Du ZJ, Chen GJ, et al. Sci Rep. 2016;6:srep29953.
Westermann AJ, Forstner KU, Amman F, Barquist L, Chao Y, Schulte LN, et al. Dual RNA-seq unveils noncoding RNA functions in host-pathogen interactions. Nature. 2016;529(7587):496–501.
Overbeek R, Olson R, Pusch GD, Olsen GJ, Davis JJ, Disz T, et al. The SEED and the rapid annotation of microbial genomes using subsystems technology (RAST). Nucleic Acids Res. 2014;42(D1):D206–D14.
Ellison CK, Kan J, Dillard RS, Kysela DT, Ducret A, Berne C, et al. Obstruction of pilus retraction stimulates bacterial surface sensing. Science. 2017;358(6362):535–8.
Rognes T, Flouri T, Nichols B, Quince C, Mahe F. VSEARCH: a versatile open source tool for metagenomics. Peerj. 2016;4:2584.
Stamatakis A. RAxML version 8: a tool for phylogenetic analysis and post-analysis of large phylogenies. Bioinformatics. 2014;30(9):1312–3.
Price MN, Dehal PS, Arkin AP. FastTree 2--approximately maximum-likelihood trees for large alignments. PLoS One. 2010;5(3):e9490.
Liu XB, Li M, Castelle CJ, Probst AI, Zhou ZC, Pan J, et al. Insights into the ecology, evolution, and metabolism of the widespread Woesearchaeotal lineages. Microbiome. 2018;6:102.
Na SI, Kim YO, Yoon SH, Ha SM, Baek I, Chun J. UBCG: up-to-date bacterial core gene set and pipeline for phylogenomic tree reconstruction. J Microbiol. 2018;56(4):280–5.
Yu GC, Smith DK, Zhu HC, Guan Y, Lam TTY. GGTREE: an R package for visualization and annotation of phylogenetic trees with their covariates and other associated data. Methods Ecol Evol. 2017;8(1):28–36.