Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Sợi căng apical và basal có vai trò khác nhau trong việc điều chỉnh cơ học của nhân tế bào trong tế bào cơ trơn được nuôi cấy trên một chất nền
Tóm tắt
Sợi căng (SFs) đóng vai trò quan trọng trong quá trình cơ học của tế bào và trong việc điều chỉnh các chức năng tế bào khác nhau. Các sợi căng tạo ra ứng suất bên trong và góp phần vào sự tương tác vật lý giữa các tế bào và các chất nền ngoại bào. Gần đây, chúng tôi đã phát hiện rằng các SFs trong tế bào cơ trơn mạch máu (SMCs) được nuôi cấy trên một chất nền hai chiều tương tác cơ học với nhân tế bào thông qua các protein màng nhân, và rằng ứng suất bên trong của SFs được truyền trực tiếp đến nhân tế bào. Tuy nhiên, các SFs tồn tại ở cả mặt apical và mặt basal của các tế bào bám dính trên chất nền, và vẫn chưa rõ liệu hai loại SF này có vai trò khác nhau trong môi trường cơ học xung quanh nhân tế bào hay không. Trong nghiên cứu này, chúng tôi đã điều tra sự khác biệt giữa các sợi căng apical và basal (BSFs) trong SMCs bằng cách sử dụng kỹ thuật nano-kéo bằng laser. Chúng tôi đã vi phẫu các SFs apical chạy qua bề mặt trên của nhân (sợi cap actin: ACFs) hoặc BSFs dưới nhân bằng cách sử dụng một công cụ nano-kéo bằng laser tự chế và quan sát các phản ứng cơ học tiếp theo của các SFs và nhân tế bào. Sự co ngắn của các sợi được vi phẫu lớn hơn đáng kể ở ACFs so với BSFs. Các nhân tế bào cũng di chuyển theo hướng co rút của các sợi được vi phẫu, và sự dịch chuyển cùng với biến dạng cục bộ của nhân rõ ràng hơn sau khi vi phẫu ACFs so với BSFs. ACFs chủ yếu được căn chỉnh theo trục chính của nhân, trong khi BSFs cho thấy sự căn chỉnh yếu với tính không đối xứng: hướng của BSFs đã xoay theo chiều kim đồng hồ khoảng 10° so với trục chính của nhân. Những kết quả này chỉ ra rằng ACFs và BSFs có vai trò khác nhau trong việc điều chỉnh cơ học của nhân tế bào, và rằng ứng suất nội bào được truyền đến nhân một cách hiệu quả hơn bởi ACFs. ACFs có thể đóng vai trò quan trọng trong việc kiểm soát sự phân bố DNA trong nhân thông qua sự định hướng và vị trí nội bào của nhân.
Từ khóa
Tài liệu tham khảo
Anno, T., N. Sakamoto, and M. Sato. Role of nesprin-1 in nuclear deformation in endothelial cells under static and uniaxial stretching conditions. Biochem. Biophys. Res. Commun. 424(1):94–99, 2012.
Chen, C. S., M. Mrksich, S. Huang, G. M. Whitesides, and D. E. Ingber. Geometric control of cell life and death. Science 276:1425–1428, 1997.
Collinsworth, A. M., S. Zhang, W. E. Kraus, and G. A. Truskey. Apparent elastic modulus and hysteresis of skeletal muscle cells throughout differentiation. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 283:1219–1227, 2002.
Colombelli, J., A. Besser, H. Kress, E. G. Reynaud, P. Girard, E. Caussinus, U. Haselmann, J. V. Small, U. S. Schwarz, and E. H. Stelzer. Mechanosensing in actin stress fibers revealed by a close correlation between force and protein localization. J. Cell Sci. 122(Pt 10):1665–1679, 2009.
Gerlitz, G., and M. Bustin. The role of chromatin structure in cell migration. Trends Cell Biol. 21(1):6–11, 2011.
Ingber, D. E. Fibronectin controls capillary endothelial cell growth by modulating cell shape. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A. 87:3579–3583, 1990.
Khatau, S. B., R. J. Bloom, S. Bajpai, D. Razafsky, S. Zang, A. Giri, P. H. Wu, J. Marchand, A. Celedon, C. M. Hale, S. X. Sun, D. Hodzic, and D. Wirtz. The distinct roles of the nucleus and nucleus–cytoskeleton connections in three-dimensional cell migration. Sci. Rep. 2:488, 2012. doi:10.1038/srep00488.
Khatau, S. B., C. M. Hale, P. J. Stewart-Hutchinson, M. S. Patel, C. L. Stewart, P. C. Searson, D. Hodzic, and D. Wirtz. A perinuclear actin cap regulates nuclear shape. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A. 106(45):19017–19022, 2009.
Kim, D. H., S. B. Khatau, Y. Feng, S. Walcott, S. X. Sun, G. D. Longmore, and D. Wirtz. Actin cap associated focal adhesions and their distinct role in cellular mechanosensing. Sci. Rep. 2:555, 2012. doi:10.1038/srep00555.
King, M., T. Drivas, and G. Blobel. A network of nuclear envelope membrane proteins linking centromeres to microtubules. Cell 134:427–438, 2008.
Kumar, S., I. Z. Maxwell, A. Heisterkamp, T. R. Polte, T. P. Lele, M. Salanga, E. Mazur, and D. E. Ingber. Viscoelastic retraction of single living stress fibers and its impact on cell shape, cytoskeletal organization, and extracellular matrix mechanics. Biophys. J. 90(10):3762–3773, 2006.
Luxton, G. W., E. R. Gomes, E. S. Folker, E. Vintinner, and G. G. Gundersen. Linear arrays of nuclear envelope proteins harness retrograde actin flow for nuclear movement. Science 329(5994):956–959, 2010.
Minc, N., D. Burgess, and F. Chang. Influence of cell geometry on division-plane positioning. Cell 144(3):414–426, 2011.
Nagayama, K., Y. Kimura, N. Makino, and T. Matsumoto. Strain waveform dependence of stress fiber reorientation in cyclically stretched osteoblastic cells: effects of viscoelastic compression of stress fibers. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 302:1469–1478, 2012.
Nagayama, K., and T. Matsumoto. Contribution of actin filaments and microtubules to quasi-in situ tensile properties and internal force balance of cultured smooth muscle cells on a substrate. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 295:1569–1578, 2008.
Nagayama, K., and T. Matsumoto. Estimation of single stress fiber stiffness in cultured aortic smooth muscle cells under relaxed and contracted states: its relation to dynamic rearrangement of stress fibers. J. Biomech. 43:1443–1449, 2010.
Nagayama, K., and T. Matsumoto. Dynamic change in morphology and traction forces at focal adhesions in cultured vascular smooth muscle cells during contraction. Cell. Mol. Bioeng. 4(3):348–357, 2011.
Nagayama, K., Y. Yahiro, and T. Matsumoto. Stress fibers stabilize the position of intranuclear DNA through mechanical connection with the nucleus in vascular smooth muscle cells. FEBS Lett. 585(24):3992–3997, 2011.
Orr, A. W., B. P. Helmke, B. R. Blackman, and M. A. Schwartz. Mechanisms of mechanotransduction. Dev. Cell 10:11–20, 2006.
Russell, R. J., S. L. Xia, R. B. Dickinson, and T. P. Lele. Sarcomere mechanics in capillary endothelial cells. Biophys. J. 97(6):1578–1585, 2009.
Smilenov, L. B., A. Mikhailov, R. J. Pelham, E. E. Marcantonio, and G. G. Gundersen. Focal adhesion motility revealed in stationary fibroblasts. Science 286(5442):1172–1174, 1999.
Smith, P. G., C. Roy, S. Fisher, Q. Q. Huang, and F. Brozovich. Selected contribution: mechanical strain increases force production and calcium sensitivity in cultured airway smooth muscle cells. J. Appl. Physiol. 89(5):2092–2098, 2000.
Tanner, K., A. Boudreau, M. J. Bissell, and S. Kumar. Dissecting regional variations in stress fiber mechanics in living cells with laser nanosurgery. Biophys. J. 99(9):2775–2783, 2010.
Vogel, V., and M. Sheetz. Local force and geometry sensing regulate cell functions. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 7:265–275, 2006.
Wang, N., J. Tytell, and D. Ingber. Mechanotransduction at a distance: mechanically coupling the extracellular matrix with the nucleus. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 10:75–82, 2009.
Wu, J., R. B. Dickinson, and T. P. Lele. Investigation of in vivo microtubule and stress fiber mechanics with laser ablation. Integr. Biol. (Camb.) 4(5):471–479, 2012.
Xiong, H., F. Rivero, U. Euteneuer, S. Mondal, S. Mana-Capelli, D. Larochelle, A. Vogel, B. Gassen, and A. A. Noegel. Dictyostelium Sun-1 connects the centrosome to chromatin and ensures genome stability. Traffic 9(5):708–724, 2008.