Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Một yếu tố nội bào không oxy hóa kích hoạt sự phân mảnh nhiễm sắc thể in vitro ở tinh trùng lợn
Tóm tắt
Việc nuôi cấy tinh trùng từ ống dẫn tinh và ống dẫn tinh với ion Mn2+ gây ra sự Phân mảnh Nhiễm sắc thể Tinh trùng (SCF), một cơ chế gây ra sự đứt gãy chuỗi đôi trong các vùng liên kết toroid (TLRs). Liệu cơ chế này, được cho là cần sự tham gia của topoisomerase và/hoặc DNAses và trước đây chỉ được mô tả ở tinh trùng lợn trong ống dẫn tinh, có thể được kích hoạt ở tinh trùng xuất tinh hay không vẫn đang trong quá trình làm rõ. Nghiên cứu hiện tại nhằm mục đích xác định xem việc tiếp xúc với tinh trùng lợn xuất tinh với các ion hóa trị hai (Mn2+ và Mg2+) có kích hoạt SCF hay không, và liệu điều này có ảnh hưởng đến chức năng và sự sống của tinh trùng. Để thực hiện điều này, độ nguyên vẹn DNA của tinh trùng được đánh giá thông qua thử nghiệm Comet và Điện di Gel Trường Pulsed (PFGE); sự di động và sự ngưng tụ của tinh trùng được đánh giá bằng phân tích tinh trùng hỗ trợ máy tính (CASA); và sự sống sót của tinh trùng cũng như mức độ các loài oxy phản ứng tổng hợp (ROS) và siêu oxit được xác định thông qua cytometry dòng. Việc ấp ủ với Mn2+/Ca2+ đã kích hoạt SCF theo liều lượng phụ thuộc (P < 0.05) mặc dù không phụ thuộc vào thời gian (P > 0.05); ngược lại, Mg2+/Ca2+ chỉ kích hoạt SCF ở nồng độ cao (50 mM). PFGE cho thấy rằng, khi được kích hoạt bởi Mn2+/Ca2+ hoặc Mg2+/Ca2+, SCF tạo ra các mảnh DNA có kích thước từ 33–194 Kb, tương thích với kích thước của một hoặc nhiều toroid. Hơn nữa, Mn2+/Ca2+ ảnh hưởng đến tính di động của tinh trùng một cách phụ thuộc liều (P < 0.05), trong khi Mg2+/Ca2+ chỉ làm giảm biến số này ở nồng độ cao (P < 0.05). Mặc dù tác động này lên khả năng di động đi kèm với sự gia tăng tình trạng ngưng tụ, độ sống sót và mức độ ROS không bị ảnh hưởng bởi các điều trị với Mn2+/Ca2+ hoặc Mg2+/Ca2+. Mn2+/Ca2+ đã được quan sát thấy kích thích SCF trong tinh trùng xuất tinh, dẫn đến sự cắt đứt DNA tại các TLRs. Việc kích hoạt cơ chế này bởi một yếu tố nội bào không oxy hóa làm sáng tỏ các sự kiện diễn ra trong quá trình chết tế bào tinh trùng.
Từ khóa
#Tinh trùng #Phân mảnh Nhiễm sắc thể #Ion kim loại #ROS #Sự sống của tinh trùngTài liệu tham khảo
Simon L, Emery B, Carrell DT. Sperm DNA fragmentation: consequences for reproduction. Adv Exp Med Biol. 2019;1166:87–105.
Busnelli A, Garolla A, Di Credico E, D'Ippolito S, Merola AM, Milardi D, Pontecorvi A, Scambia G, Di Simone N. Sperm DNA fragmentation and idiopathic recurrent pregnancy loss: results from a multicenter case–control study. Andrology. 2023.
Vallet-Buisan M, Mecca R, Jones C, Coward K, Yeste M. Contribution of semen to early embryo development: fertilization and beyond. Hum Reprod Update. 2023;29(4):395–433.
Ribas-Maynou J, Novo S, Torres M, Salas-Huetos A, Rovira S, Antich M, Yeste M. Sperm DNA integrity does play a crucial role for embryo development after ICSI, notably when good-quality oocytes from young donors are used. Biol Res. 2022;55(1):41.
Zeqiraj A, Beadini S, Beadini N, Aliu H, Gashi Z, Elezaj S, Bexheti S, Shabani A. Male infertility and sperm DNA fragmentation. Open Access Maced J Med Sci. 2018;6(8):1342–5.
Santi D, Spaggiari G, Simoni M. Sperm DNA fragmentation index as a promising predictive tool for male infertility diagnosis and treatment management—meta-analyses. Reprod Biomed Online. 2018;37(3):315–26.
Ribas-Maynou J, Benet J. Single and double strand sperm DNA damage: different reproductive effects on male fertility. Genes (Basel). 2019;10(2):105.
Bibi R, Jahan S, Razak S, Hammadeh ME, Almajwal A, Amor H. Protamines and DNA integrity as a biomarkers of sperm quality and assisted conception outcome. Andrologia. 2022;54(6): e14418.
Agarwal A, Cannarella R, Saleh R, Harraz AM, Kandil H, Salvio G, Boitrelle F, Kuroda S, Farkouh A, Rambhatla A, Zini A, Colpi G, Gül M, Kavoussi P, Hamoda TAA, Ko E, Calik G, Toprak T, Pinggera GM, Park HJ, Ghayda RA, Minhas S, Busetto GM, Bakırcıoğlu ME, Kadioglu A, Chung E, Russo GI, Calogero AE, Ambar RF, Jayasena CN, Shah R. Impact of antioxidant therapy on natural pregnancy outcomes and semen parameters in infertile men: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. World J Mens Health. 2023;41(1):14–48.
Bahmyari R, Zare M, Sharma R, Agarwal A, Halvaei I. The efficacy of antioxidants in sperm parameters and production of reactive oxygen species levels during the freeze-thaw process: a systematic review and meta-analysis. Andrologia. 2020;52(3): e13514.
Marushige K, Marushige Y, Wong TK. Complete displacement of somatic histones during transformation of spermatid chromatin: a model experiment. Biochemistry. 1976;15(10):2047–53.
Sillaste G, Kaplinski L, Meier R, Jaakma Ü, Eriste E, Salumets A. A novel hypothesis for histone-to-protamine transition in Bos taurus spermatozoa. Reproduction. 2017;153:241–51.
Oliva R. Protamines and male infertility. Hum Reprod Update. 2006;12:417–35.
Mudrak O, Tomilin N, Zalensky A. Chromosome architecture in the decondensing human sperm nucleus. J Cell Sci. 2005;118:4541–50.
Hud NV, Downing KH, Balhorn R. A constant radius of curvature model for the organization of DNA in toroidal condensates. Proc Natl Acad Sci USA. 1995;92(8):3581–5.
Brewer LR, Corzett M, Balhorn R. Protamine-induced condensation and decondensation of the same DNA molecule. Science. 1999;286(5437):120–3.
Sotolongo B, Lino E, Ward WS. Ability of hamster spermatozoa to digest their own DNA. Biol Reprod. 2003;69(6):2029–35.
Aoki VW, Carrell DT. Human protamines and the developing spermatid: their structure, function, expression and relationship with male infertility. Asian J Androl. 2003;5:315–24.
Boaz SM, Dominguez K, Shaman JA, Ward WS. Mouse spermatozoa contain a nuclease that is activated by pretreatment with EGTA and subsequent calcium incubation. J Cell Biochem. 2008;103:1636–45.
Sotolongo B, Huang TT, Isenberger E, Ward WS. An endogenous nuclease in hamster, mouse, and human spermatozoa cleaves DNA into loop-sized fragments. J Androl. 2005;26(2):272–80.
Ward WS. Function of sperm chromatin structural elements in fertilization and development. Mol Hum Reprod. 2010;16:30–6.
Ribas-Maynou J, García-Peiró A, Abad C, Amengual MJ, Navarro J, Benet J. Alkaline and neutral Comet assay profiles of sperm DNA damage in clinical groups. Hum Reprod. 2012;27(3):652–8.
Shaman JA, Yamauchi Y, Ward WS. The sperm nuclear matrix is required for paternal DNA replication. J Cell Biochem. 2007;102(3):680–8.
Villani P, Eleuteri P, Grollino MG, Rescia M, Altavista P, Spanò M, Pacchierotti F, Cordelli E. Sperm DNA fragmentation induced by DNAse I and hydrogen peroxide: an in vitro comparative study among different mammalian species. Reproduction. 2010;140(3):445–52.
Ribas-Maynou J, Gawecka JE, Benet J, Ward WS. Double-stranded DNA breaks hidden in the neutral Comet assay suggest a role of the sperm nuclear matrix in DNA integrity maintenance. Mol Hum Reprod. 2014;20:330–40.
Gawecka JE, Marh J, Ortega M, Yamauchi Y, Ward MA, Ward WS. Mouse zygotes respond to severe sperm DNA damage by delaying paternal DNA replication and embryonic development. PLoS ONE. 2013;8(2): e56385.
Yamauchi Y, Shaman JA, Ward WS. Topoisomerase II-mediated breaks in spermatozoa cause the specific degradation of paternal DNA in fertilized oocytes. Biol Reprod. 2007;76(4):666–72.
Shaman JA, Prisztoka R, Ward WS. Topoisomerase IIB and an extracellular nuclease interact to digest sperm DNA in an apoptotic-like manner. Biol Reprod. 2006;75:741–8.
Ribas-Maynou J, Nguyen H, Valle R, Wu H, Yeste M, Ward WS. Sperm degradation after vasectomy follows a sperm chromatin fragmentation-dependent mechanism causing DNA breaks in the toroid linker regions. Mol Hum Reprod. 2022;29(9):gaac029.
Ribas-Maynou J, Yeste M, Salas-Huetos A. The relationship between sperm oxidative stress alterations and IVF/ICSI outcomes: a systematic review from nonhuman mammals. Biology (Basel). 2020;9:1–18.
Aitken RJ, Drevet JR. The importance of oxidative stress in determining the functionality of mammalian spermatozoa: a two-edged sword. Antioxidants (Basel). 2020;9(2):111.
Yamauchi Y, Shaman JA, Boaz SM, Ward WS. Paternal pronuclear DNA degradation is functionally linked to DNA replication in mouse oocytes. Biol Reprod. 2007;77(3):407–15.
Maione B, Pittoggi C, Achene L, Lorenzini R, Spadafora C. Activation of endogenous nucleases in mature sperm cells upon interaction with exogenous DNA. DNA Cell Biol. 1997;16:1087–97.
Dupureur CM. Roles of metal ions in nucleases. Curr Opin Chem Biol. 2008;12(2):250–5.
Pan CQ, Ulmer JS, Herzka A, Lazarus RA. Mutational analysis of human DNase I at the DNA binding interface: implications for DNA recognition, catalysis, and metal ion dependence. Protein Sci. 1998;7(3):628–36.
Guéroult M, Picot D, Abi-Ghanem J, Hartmann B, Baaden M. How cations can assist DNase I in DNA binding and hydrolysis. PLoS Comput Biol. 2010;6(11): e1001000.
Melgar E, Goldthwait D. Deoxyribonucleic acid nucleases. II The effects of metals on the mechanism of action of deoxyribonuclease I. J Biol Chem. 1968;243(17):4409–16.
Gorczyca W, Traganos F, Jesionowska H, Darzynkiewicz Z. Presence of DNA strand breaks and increased sensitivity of DNA in situ to denaturation in abnormal human sperm cells: analogy to apoptosis of somatic cells. Exp Cell Res. 1993;207:202–5.
Ortega-Ferrusola C, Anel-López L, Martín-Muñoz P, Ortíz-Rodríguez JM, Gil MC, Alvarez M, de Paz P, Ezquerra LJ, Masot AJ, Redondo E, Anel L, Peña FJ. Computational flow cytometry reveals that cryopreservation induces spermptosis but subpopulations of spermatozoa may experience capacitation-like changes. Reproduction. 2017;153(3):293–304.
Wyllie AH, Kerr JF, Currie AR. Cell death: the significance of apoptosis. Int Rev Cytol. 1980;68:251–306.
Halenbeck R, MacDonald H, Roulston A, Chen TT, Conroy L, Williams LT. CPAN, a human nuclease regulated by the caspase-sensitive inhibitor DFF45. Curr Biol. 1998;8(9):537–40.
Enari M, Sakahira H, Yokoyama H, Okawa K, Iwamatsu A, Nagata S. A caspase-activated DNase that degrades DNA during apoptosis, and its inhibitor ICAD. Nature. 1998;391(6662):43–50.
Liu X, Li P, Widlak P, Zou H, Luo X, Garrard WT, Wang X. The 40-kDa subunit of DNA fragmentation factor induces DNA fragmentation and chromatin condensation during apoptosis. Proc Natl Acad Sci USA. 1998;95(15):8461–6.
Gandini L, Lombardo F, Paoli D, Caponecchia L, Familiari G, Verlengia C, Dondero F, Lenzi A. Study of apoptotic DNA fragmentation in human spermatozoa. Hum Reprod. 2000;15(4):830–9.
Sharbatoghli M, Valojerdi MR, Amanlou M, Khosravi F, Jafar-abadi MA. Relationship of sperm DNA fragmentation, apoptosis and dysfunction of mitochondrial membrane potential with semen parameters and ART outcome after intracytoplasmic sperm injection. Arch Gynecol Obstet. 2012;286(5):1315–22.
Mateo-Otero Y, Llavanera M, Recuero S, Delgado-Bermúdez A, Barranco I, Ribas-Maynou J, Yeste M. Sperm DNA damage compromises embryo development, but not oocyte fertilisation in pigs. Biol Res. 2022;55(1):15.
Zheng WW, Song G, Wang QL, Liu SW, Zhu XL, Deng SM, Zhong A, Tan YM, Tan Y. Sperm DNA damage has a negative effect on early embryonic development following in vitro fertilization. Asian J Androl. 2018;20(1):75–9.
Simon L, Murphy K, Shamsi MB, Liu L, Emery B, Aston KI, Hotaling J, Carrell DT. Paternal influence of sperm DNA integrity on early embryonic development. Hum Reprod. 2014;29(11):2402–12.
Sedó CA, Bilinski M, Lorenzi D, Uriondo H, Noblía F, Longobucco V, Lagar EV, Nodar F. Effect of sperm DNA fragmentation on embryo development: clinical and biological aspects. JBRA Assist Reprod. 2017;21(4):343–50.
Ribas-Maynou J, Delgado-Bermúdez A, Mateo-Otero Y, Viñolas E, Hidalgo CO, Ward WS, Yeste M. Determination of double- and single-stranded DNA breaks in bovine sperm is predictive of their fertilizing capacity. J Anim Sci Biotechnol. 2022;13(1):105.
Ahmadi A, Ng SC. Fertilizing ability of DNA-damaged spermatozoa. J Exp Zool. 1999;284:696–704.
Ozmen B, Caglar G, Koster F, Schopper B, Diedrich K, Al-Hasani S. Relationship between sperm DNA damage, induced acrosome reaction and viability in ICSI patients. Reprod Biomed Online. 2007;15:208–14.
Zandieh Z, Vatannejad A, Doosti M, Zabihzadeh S, Haddadi M, Bajelan L, Rashidi B, Amanpour S. Comparing reactive oxygen species and DNA fragmentation in semen samples of unexplained infertile and healthy fertile men. Ir J Med Sci. 2018;187(3):657–62.
Muratori M, Pellegrino G, Mangone G, Azzari C, Lotti F, Tarozzi N, Boni L, Borini A, Maggi M, Baldi E. DNA fragmentation in viable and non-viable spermatozoa discriminates fertile and subfertile subjects with similar accuracy. J Clin Med. 2020;9(5):1341.
Samplaski MK, Dimitromanolakis A, Lo KC, Grober ED, Mullen B, Garbens A, Jarvi KA. The relationship between sperm viability and DNA fragmentation rates. Reprod Biol Endocrinol. 2015;13:42.
Li P, Zhong Y, Jiang X, Wang C, Zuo Z, Sha A. Seminal plasma metals concentration with respect to semen quality. Biol Trace Elem Res. 2012;148(1):1–6.
Cheema RS, Bansal AK, Bilaspuri GS. Manganese provides antioxidant protection for sperm cryopreservation that may offer new consideration for clinical fertility. Oxid Med Cell Longev. 2009;2(3):152–9.
Ribas-Maynou J, Delgado-Bermúdez A, Garcia-Bonavila E, Pinart E, Yeste M, Bonet S. Complete chromatin decondensation of pig sperm is required to analyze sperm DNA breaks with the comet assay. Front Cell Dev Biol. 2021;9: 675973.
Harayama H, Miyano T, Miyake M, Kusunoki H, Kato S. Identification of anti-agglutinin for spermatozoa in epididymal boar plasma. Mol Reprod Dev. 1994;37(4):436–45.