Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Sự thay đổi biểu hiện gen của tế bào phổi A549 trong phản ứng với các độc tố sinh hóa
Tóm tắt
Các nguy cơ sức khỏe liên quan đến việc hít phải các vật liệu có khả năng độc hại đã trở thành mối quan tâm lớn của công chúng. Phân tích tế bào trong ống nghiệm có thể cung cấp thông tin cơ chế về các phản ứng cấp độ phân tử của các dòng tế bào lấy từ phổi đối với một loạt các nguy cơ này. Hiểu biết này có thể được sử dụng để phát triển các phương pháp nhằm giảm thiểu thiệt hại từ những độc tố này hoặc phát hiện giai đoạn đầu của tác động của chúng. Ở đây, chúng tôi mô tả một đánh giá về sự thay đổi trong biểu hiện gen của một dòng tế bào phổi vô tận (A549, biểu mô loại II của người) đối với một loạt các nguy cơ sức khỏe khi hít phải, bao gồm etoposide, gliotoxin, streptolysin O, methyl methansesulfonate (MMS) và Triton X-100. Các tế bào A549 thể hiện mối quan hệ liều-đáp ứng đối với mỗi độc tố với các phản ứng ban đầu bao gồm sự thay đổi trong hoạt động chuyển hóa, tăng độ thẩm thấu màng và khởi động các gen phản ứng. Nhìn chung, các tác nhân gây hại cho màng (streptolysin O và Triton X-100) kích thích sản xuất các protein kênh ion mới, protein cấu trúc và enzyme chuyển hóa. Gliotoxin đã ảnh hưởng đến máy móc chuyển hóa, nhưng cũng đã thay đổi các kênh ion. Etoposide và MMS gây ra sự thay đổi trong chu kỳ tế bào, kích thích enzyme sửa chữa DNA, và khởi động các con đường apoptosis, nhưng MMS cũng kích thích các chuỗi phản ứng miễn dịch. Cơ chế phản ứng của tế bào đối với mỗi độc tố được hỗ trợ bởi các phân tích sinh lý cho thấy sự khởi đầu khá chậm của phản ứng tế bào đối với tất cả các hợp chất đã được thử nghiệm, ngoại trừ Triton, điều này đã gây ra sự suy giảm nhanh chóng về chức năng tế bào do sự hòa tan của màng tế bào. Tuy nhiên, Triton cũng kích thích sản xuất một số protein liên quan đến màng tế bào và do đó, tác động của nó ở nồng độ thấp có khả năng được chuyển tải qua toàn bộ tế bào. Tất cả các kết quả này chỉ ra rằng có một loạt các phản ứng tế bào rộng hơn đối với từng loại độc tố đã thử nghiệm hơn những gì đã được báo cáo trước đây.
Từ khóa
#độc tố sinh hóa #tế bào phổi A549 #biểu hiện gen #tác nhân gây hại cho màng #phản ứng miễn dịchTài liệu tham khảo
Bureau B, Zhang XH, Smektala F, Adam J-L, Troles J, et al. Recent advances in chalcogenide glasses. J. Non-Cryst Solids. 2004; {345&346}: 276–83.
Dye JA, Adler KB, Richards JF, Dreher KL. Role of soluble metals in oil fly ash-induced airway epithelial injury and cytokine gene expression. Am J Physiol. 1999;277:L498–510.
Eichner RD, Waring P, Geue AM, Braithwaite AW, Mullbacher A, Gliotoxin causes oxidative damage to plasmid and cellular DNA. J Biol Chem. 1988;263:3772–7.
Fitzpatrick FA, Wheeler R. The immunopharmacology of paclitaxel (Taxol®), docetaxel (Taxotere®), and related agents. Int Immunopharmacol. 1999;3:1699–714.
Hicks CR. Fundamental concepts in the design of experiments. 3rd ed. New York: Saunders College Pub. 1982:38–52.
Huang E-S, Benson JD, Huong S-M, Wilson B, van der Horst C. Irreversible inhibition of human cytomegalovirus replication by topoisomerase II inhibitor, etoposide: A new strategy for the treatment of human cytomegalovirus infection. Res. Autiviral 1992;17:17–32.
Hussain, RF, Nouri AME, Oliver RTD. A new approach for measurement of cytotoxicity using colorimetric assay. J Immunol Methods. 1993;160:89–96.
Johnson DR, Kaplan EL, Sramek J. et al. Laboratory diagnosis of group A streptococcal infections. Geneva, Switzerland: World Health Organization; 1996.
Kreja L, Seidel H-J. On the cytotoxicity of some microbial volatile organic compounds as studied in the human lung cell line A549. Chemosphere 2002;49:105–10.
Kroll M, Arenzana-Seisdedos F, Bachelierie F, Thomas D, Friguet B, Conconi M. The secondary fungal metabolite gliotoxin targets proteolytic activities of the proteasome. Chem Biol. 1999;6: 689.
Lucas P, Le Coq D, Collier JL, et al. Evaluation of toxic agent effects on lung cells by fiber evanescent wave spectroscopy (FEWS). Appl Spectrosc. 2005;59:1–9.
Nieminen SM, Maki-Paakkanen J, Hirvonen M-R, Roponen M, von Wright A. Genotoxicity of gliotoxin, a secondary metabolite of Aspergillus fumigatus, in a battery of short-term test systems. Mutat Res. 2002;520:161–70.
Riley MR, Boesewetter DE, Kim AM, Sirvent FP. Effects of metals Cu, Fe, Ni, V, and Zn on rat lung epithelial cells. Toxicology. 2003;190,171–85.
Riley MR, Lucas P, Le Coq D, et al. Lung cell fiber evanescent wave spectroscopic biosensing of inhalation health hazards. Biotechnol Bioeng. [Submitted].
Solovyan V, Bezvenyuk Z, Huotari V, Tapiola T, Suuronen T, Salminen A. Distinct mode of apoptosis induced by genotoxic agent etoposide and serum withdrawal in neuroblastoma cells. Brain Res Mol Brain Res. 1998;62:43–55.
Stenger DA, Gross GW, Keefer EW, et al. Detection of physiologically active compounds using cell-based biosensors. Trends Biotechnol 2001;19:304–10.
Sutton P, Beaver J, Waring P. Evidence that gliotoxin enhances lymphocyte activation and induces apoptosis by effects on cyclic AMP levels. Biochem Pharmacol. 1995;50:2009–14.
Vock EH, Lutz WK, Hormes P, Hoffmann HD, Vamvakas S. Discrimination between genotoxicity and cytotoxicity in the induction of DNA double-strand breaks in cells treated with etoposide, melphalan, cisplatin, potassium cyanide, Triton X-100, and gamma irradiation. Mutal Res/Gen Toxicol Enviach Mut, 1998;413:83–94.
Waring P, Newcombe N, Edel M, et al. Cellular uptake and release of the immunomodulating fungal toxin gliotoxin. Toxicon. 1994;32:491–504.
Zhou X, Zhao A, Goping G, Hirszel P. Gliotoxin-induced cytotoxicity proceeds via apoptosis and is mediated by caspases and reactive oxygen species in LLC-PK1 cells. Toxicol Sci. 2000;54:194–202.