Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Aedes aegypti có cấu trúc không gian và ổn định theo mùa tại Yogyakarta, Indonesia
Tóm tắt
Sốt xuất huyết, bệnh do virus truyền qua muỗi phổ biến nhất toàn cầu, là một vấn đề sức khỏe cộng đồng quan trọng ở Indonesia. Kiểm soát bệnh sốt xuất huyết dựa vào việc kiểm soát vector chính của nó, muỗi Aedes aegypti, tuy nhiên phụ gia về lịch sử quần thể và cấu trúc di truyền của loài côn trùng này tại Indonesia vẫn chưa được biết đến. Mục tiêu của chúng tôi là đánh giá cấu trúc di truyền quần thể không gian-thời gian của Ae. aegypti tại Yogyakarta, một khu vực đông dân cư trên đảo Java thường xuyên bùng phát dịch sốt xuất huyết. Chúng tôi đã sử dụng nhiều hệ thống dấu hiệu (vi mô, các SNP trong bộ gen hạt nhân và mitochondrial được tạo ra thông qua giải trình tự DNA liên kết vị trí giới hạn) để phân tích 979 cá thể Ae. aegypti thu thập được từ thành phố Yogyakarta và các làng xung quanh trong mùa mưa năm 2011 và mùa khô tiếp theo năm 2012. Chúng tôi đã sử dụng các phương pháp dựa trên cá thể và nhóm để suy diễn cấu trúc di truyền. Chúng tôi nhận thấy rằng Ae. aegypti ở Yogyakarta có quần thể cấu trúc theo không gian và ổn định theo mùa. Cấu trúc theo không gian có ý nghĩa đối với các dấu hiệu hạt nhân và mitochondrial, trong khi cấu trúc theo thời gian không có ý nghĩa. Các dấu hiệu hạt nhân xác định ba cụm di truyền chính, cho thấy rằng các làng có sự cách ly di truyền lớn hơn với nhau và với các địa điểm trong nội thành. Tuy nhiên, một làng đã trải qua sự giao phối muỗi không bị hạn chế với nội thành, tạo thành một cụm di truyền duy nhất. Khoảng cách di truyền có tương quan kém với khoảng cách không gian giữa các mẫu muỗi, cho thấy ảnh hưởng mạnh mẽ hơn của dòng gen hỗ trợ bởi con người so với chuyển động muỗi chủ động lên cấu trúc di truyền không gian. Mạng lưới haplotype mitochondrial hình sao và một thống kê thử nghiệm R
2 có ý nghĩa (R
2 = 0.0187, P = 0.001) hỗ trợ giả thuyết rằng Ae. aegypti ở Yogyakarta có nguồn gốc từ một nguồn nhỏ hoặc đồng nhất và đã trải qua sự mở rộng dân số tương đối gần đây. Chúng tôi báo cáo những hiểu biết đầu tiên về cấu trúc di truyền không gian-thời gian và các quá trình cơ bản ở muỗi gây sốt xuất huyết từ Yogyakarta, Indonesia. Kết quả của chúng tôi cung cấp thông tin quý giá về hiệu quả của các biện pháp kiểm soát địa phương cũng như hướng dẫn cho việc triển khai các chiến lược sinh học mới như phát hành muỗi nhiễm Wolbachia.
Từ khóa
#sốt xuất huyết #Aedes aegypti #cấu trúc di truyền #Yogyakarta #Indonesia #kiểm soát dịch bệnhTài liệu tham khảo
World Health Organization. Dengue and severe dengue. WHO Fact Sheet 2012:1–4.
Karyanti MR, Uiterwaal CS, Kusriastuti R, Hadinegoro SR, Rovers MM, Heesterbeek H, et al. The changing incidence of Dengue Haemorrhagic Fever in Indonesia: a 45-year registry-based analysis. BMC Infect Dis. 2014;14:412.
Guzman MG, Halstead SB, Artsob H, Buchy P, Farrar J, Gubler DJ, et al. Dengue: a continuing global threat. Nat Rev Microbiol. 2010;8(12 Suppl):S7–16.
Harrington LC, Edman JD, Scott TW. Why do female Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) feed preferentially and frequently on human blood? J Med Entomol. 2001;38:411–22.
Scott TW, Naksathit A, Day JF, Kittayapong P, Edman JD. A fitness advantage for Aedes aegypti and the viruses it transmits when females feed only on human blood. Am J Trop Med Hyg. 1997;57:235–9.
Service MW. Importance of ecology in Aedes aegypti control. Southeast Asian J Trop Med Public Health. 1992;23(4):681–90.
Mulyatno KC, Yamanaka A, Ngadino, Konishi E. Resistance of Aedes aegypti (L.) larvae to temephos in Surabaya, Indonesia. Southeast Asian J Trop Med Public Health. 2012;43:29–33.
Ahmad I, Astari S, Tan M. Resistance of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) in 2006 to pyrethroid insecticides in Indonesia and its association with oxidase and esterase levels. Pakistan J Biol Sci. 2007;10:3688–92.
McGraw EA, O’Neill SL. Beyond insecticides: new thinking on an ancient problem. Nat Rev Microbiol. 2013;11:181–93.
McMeniman CJ, Lane RV, Cass BN, Fong AWC, Sidhu M, Wang Y-F, et al. Stable introduction of a life-shortening Wolbachia infection into the mosquito Aedes aegypti. Science. 2009;323:141–4.
Xi Z, Khoo CCH, Dobson SL. Wolbachia establishment and invasion in an Aedes aegypti laboratory population. Science. 2005;310:326–8.
Moreira LA, Iturbe-Ormaetxe I, Jeffery JA, Lu G, Pyke AT, Hedges LM, et al. A Wolbachia symbiont in Aedes aegypti limits infection with dengue, Chikungunya, and Plasmodium. Cell. 2009;139:1268–78.
Walker T, Johnson PH, Moreira LA, Iturbe-Ormaetxe I, Frentiu FD, McMeniman CJ, et al. The wMel Wolbachia strain blocks dengue and invades caged Aedes aegypti populations. Nature. 2011;476:450–3.
Frentiu FD, Zakir T, Walker T, Popovici J, Pyke AT, van den Hurk A, et al. Limited Dengue Virus Replication in Field-Collected Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia. PLoS Negl Trop Dis. 2014;8:1–10.
Hoffmann AA, Montgomery BL, Popovici J, Iturbe-Ormaetxe I, Johnson PH, Muzzi F, et al. Successful establishment of Wolbachia in Aedes populations to suppress dengue transmission. Nature. 2011;476:454–7.
Hoffmann AA, Iturbe-Ormaetxe I, Callahan AG, Phillips BL, Billington K, Axford JK, et al. Stability of the wMel Wolbachia Infection following invasion into Aedes aegypti populations. PLoS Negl Trop Dis. 2014;8, e3115.
Hancock PA, Sinkins SP, Godfray HCJ. Population dynamic models of the spread of Wolbachia. Am Nat. 2011;177:323–33.
Barton NH, Turelli M. Spatial waves of advance with bistable dynamics: cytoplasmic and genetic analogues of allee effects. Am Nat. 2011;178:E48–75.
Rašić G, Filipović I, Weeks AR, Hoffmann AA. Genome-wide SNPs lead to strong signals of geographic structure and relatedness patterns in the major arbovirus vector, Aedes aegypti. BMC Genomics. 2014;15:275.
Hlaing T, Tun-Lin W, Somboon P, Socheat D, Setha T, Min S, et al. Spatial genetic structure of Aedes aegypti mosquitoes in mainland Southeast Asia. Evol Appl. 2010;3:319–39.
Urdaneta-Marquez L, Failloux A-B. Population genetic structure of Aedes aegypti, the principal vector of dengue viruses. Infect Genet Evol. 2011;11:253–61.
Tana S, Umniyati S, Petzold M, Kroeger A, Sommerfeld J. Building and analyzing an innovative community-centered dengue-ecosystem management intervention in Yogyakarta, Indonesia. Pathog Glob Health. 2012;106:469–78.
Apostol BL, Black WC, Reiter P, Miller BR. Use of Randomly Amplified Polymorphic DNA Amplified by Polymerase Chain-Reaction Markers to Estimate the Number of Aedes aegypti Families at Oviposition Sites in San-Juan, Puerto-Rico. Am J Trop Med Hyg. 1994;51:89–97.
Hoffmann AA, Goundar AA, Long SA, Johnson PH, Ritchie SA. Invasion of Wolbachia at the residential block level is associated with local abundance of Stegomyia aegypti, yellow fever mosquito, populations and property attributes. Med Vet Entomol. 2014;28 Suppl 1:90–7.
Chambers EW, Meece JK, McGowan JA, Lovin DD, Hemme RR, Chadee DD, et al. Microsatellite isolation and linkage group identification in the yellow fever mosquito Aedes aegypti. J Hered. 2007;98:202–10.
Slotman MA, Kelly NB, Harrington LC, Kitthawee S, Jones JW, Scott TW, et al. Polymorphic microsatellite markers for studies of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae), the vector of dengue and yellow fever. Mol Ecol Notes. 2006;7:168–71.
Lovin DD, Washington KO, Hemme RR, Mori A, Epstein SR, Harker BW, et al. Genome-based polymorphic microsatellite development and validation in the mosquito Aedes aegypti and application to population genetics in Haiti. BMC Genomics. 2009;9:1–9.
Rašić G, Endersby NM, Williams C, Hoffmann AA. Using Wolbachia-based release for suppression of Aedes mosquitoes: Insights from genetic data and population simulations. Ecol Appl. 2014;24:1226–34.
Holland MM, Parson W. GeneMarker® HID: A Reliable Software Tool for the Analysis of Forensic STR Data. J Forensic Sci. 2011;56:29–35.
Peterson BK, Weber JN, Kay EH, Fisher HS, Hoekstra HE. Double digest RADseq: an inexpensive method for de novo SNP discovery and genotyping in model and non-model species. PLoS One. 2012;7, e37135.
Langmead B, Trapnell C, Pop M, Salzberg SL. Ultrafast and memory-efficient alignment of short DNA sequences to the human genome. Genome Biol. 2009;10:R25.
Nene V, Wortman JR, Lawson D, Haas B, Kodira C, Tu ZJ, et al. Genome sequence of Aedes aegypti, a major arbovirus vector. Science. 2007;316:1718–23.
Behura SK, Lobo NF, Haas B, DeBruyn B, Lovin DD, Shumway MF, et al. Complete sequences of mitochondria genomes of Aedes aegypti and Culex quinquefasciatus and comparative analysis of mitochondrial dna fragments inserted in the nuclear genomes. Insect Biochem Mol Biol. 2011;41:770–7.
Catchen J, Hohenlohe PA, Bassham S, Amores A, Cresko WA. Stacks: An analysis tool set for population genomics. Mol Ecol. 2013;22:3124–40.
Peakall R, Smouse PE. GenALEx 6.5: Genetic analysis in Excel. Population genetic software for teaching and research-an update. Bioinformatics. 2012;28:2537–9.
Goudet J. FSTAT: a computer program to calculate F-Statistics. J Hered. 2013;104:586–90.
Chapuis MP, Estoup A. Microsatellite null alleles and estimation of population differentiation. Mol Biol Evol. 2007;24:621–31.
Hubisz MJ, Falush D, Stephens M, Pritchard JK. Inferring weak population structure with the assistance of sample group information. Mol Ecol Resour. 2009;9:1322–32.
Falush D, Stephens M, Pritchard JK. Inference of population structure using multilocus genotype data: Linked loci and correlated allele frequencies. Genetics. 2003;164:1567–87.
Pritchard JK. Documentation for structure software: Version 2.3. In Pract. 2010;6:321–6.
Evanno G, Regnaut S, Goudet J. Detecting the number of clusters of individuals using the software STRUCTURE: A simulation study. Mol Ecol. 2005;14:2611–20.
Earl DA, vonHoldt BM. STRUCTURE HARVESTER: A website and program for visualizing STRUCTURE output and implementing the Evanno method. Conserv Genet Resour. 2012;4:359–61.
Jombart T, Devillard S, Balloux F. Discriminant analysis of principal components : a new method for the analysis of genetically structured populations. BMC Genet. 2010;11:94.
Jombart T, Ahmed I. adegenet 1.3-1: new tools for the analysis of genome-wide SNP data. Bioinformatics. 2011;27:3070–1.
Wright S. Isolation by Distance. Genetics. 1943;28:114–38.
Smouse PE, Peakall R. Spatial autocorrelation analysis of individual multiallele and multilocus genetic structure. Heredity (Edinb). 1999;82(Pt5):561–73.
Waples RS. A generalized approach for estimating effective population size from temporal changes in allele frequency. Genetics. 1989;121:379–91.
Do C, Waples RS, Peel D, Macbeth GM, Tillett BJ, Ovenden JR. NeEstimator v2: Re-implementation of software for the estimation of contemporary effective population size (Ne) from genetic data. Mol Ecol Resour. 2014;14:209–14.
Jorde PE, Ryman N. Unbiased estimator for genetic drift and effective population size. Genetics. 2007;177:927–35.
Paradis E. Pegas: An R package for population genetics with an integrated-modular approach. Bioinformatics. 2010;26(3):419–20.
Ramos-Onsins SE, Rozas J. Statistical properties of new neutrality tests against population growth. Mol Biol Evol. 2002;19:2092–100.
Prost S, Anderson CNK. TempNet: A method to display statistical parsimony networks for heterochronous DNA sequence data. Methods Ecol Evol. 2011;2:663–7.
Black Iv WC, Bernhardt SA. Abundant nuclear copies of mitochondrial origin (NUMTs) in the Aedes aegypti genome. Insect Mol Biol. 2009;18:705–13.
Hlaing T, Tun-Lin W, Somboon P, Socheat D, Setha T, Min S, et al. Mitochondrial pseudogenes in the nuclear genome of Aedes aegypti mosquitoes: implications for past and future population genetic studies. BMC Genet. 2009;10:11.
Yeap HL, Rašić G, Endersby-Harshman NM, Lee SF, Arguni E, Le Nguyen H, et al. Mitochondrial DNA variants help monitor the dynamics of Wolbachia invasion into host populations. Heredity (Edinb). 2015. doi:10.1038/hdy.2015.97.
Slatkin M, Hudson RR, Marjoram P, Donnelly P. Pairwise comparisons of mitochondrial DNA sequences in subdivided populations. Genetics. 1994;136:673–83.
Brown JE, Evans BR, Zheng W, Obas V, Barrera-Martinez L, Egizi A, et al. Human impacts have shaped historical and recent evolution in Aedes aegypti, the dengue and yellow fever mosquito. Evolution (NY). 2013;68:514–25.
Rašić G, Schama R, Powell R, Maciel-de Freitas R, Endersby-Harshman NM, Filipović I, et al. Contrasting genetic structure between mitochondrial and nuclear markers in the dengue fever mosquito from Rio de Janeiro: implications for vector control. Evol Appl. 2015;8:901–15.
Bosio CF, Harrington LC, Jones JW, Sithiprasasna R, Norris DE, Scott TW. Genetic structure of Aedes aegypti populations in Thailand using mitochondrial DNA. Am J Trop Med Hyg. 2005;72:434–42.
Olanratmanee P, Kittayapong P, Chansang C, Hoffmann AA, Weeks AR, Endersby NM. Population genetic structure of Aedes (Stegomyia) aegypti (L.) at a micro-spatial scale in Thailand: implications for a dengue suppression strategy. PLoS Negl Trop Dis. 2013;7:e1913.
Sukonthabhirom S, Rongnoparut P, Saengtharatip S, Jirakanjanakit N, Chareonviriyaphap T. Genetic structure and gene flow among Aedes aegypti(Diptera: Culicidae) populations from central Thailand. J Med Entomol. 2005;42:604–9.
Tantowijoyo W, Arguni E, Johnson P, Budiwati N, Nurhayati PI, Fitriana I, et al. Spatial and temporal variation in Aedes aegypti and Aedes albopictus numbers in the Yogyakarta area of Java, Indonesia, with implications for Wolbachia releases. J Med Entomol 2015 (in press).
Kusriastuti R, Sutomo S. Evolution of dengue prevention and control program in Indonesia. Dengue Bull. 2005;29:1–7.
Liu N. Insecticide Resistance in Mosquitoes: Impact, Mechanisms, and Research Directions. Annu Rev Entomol. 2015;60:537–59.
Rochmijati Wuliandari J, Lee SF, White VL, Tantowijoyo W, Hoffmann AA, Endersby-Harshman NM. Association between Three Mutations, F1565C, V1023G and S996P, in the Voltage-Sensitive Sodium Channel Gene and Knockdown Resistance in Aedes aegypti from Yogyakarta, Indonesia. Insects. 2015;6(3):658–85.