Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Các chuỗi peptid gắn kết điều chỉnh sự bám dính, kiểu hình và sự lắng đọng ma trận ngoại bào của các tế bào kẽ van
Tóm tắt
Kiến thức về việc gắn kết ma trận ngoại bào (ECM) ảnh hưởng ra sao đến các tế bào kẽ van (VICs) là rất quan trọng, không chỉ để hiểu rõ hơn về nguyên nhân của các bệnh van tim mà còn để xây dựng các bộ van sống có khả năng phát triển và tái cấu trúc. Việc sử dụng các peptide gắn kết mô phỏng ECM với ái lực cụ thể đến các thụ thể khác nhau cung cấp cái nhìn sâu sắc về tín hiệu tế bào trung gian sự bám dính và các kết quả hạ lưu. Việc biểu hiện các thụ thể bám dính của VICs đã được đánh giá bằng phương pháp dòng tế bào và được sử dụng để hướng dẫn sự lựa chọn các peptide đã được nghiên cứu. Peptide RGDS với ái lực tới nhiều thụ thể integrin, và các peptide nhắm mục tiêu thụ thể cụ thể DGEA (integrin α2β1), YIGSR (thụ thể laminin/elastin 67 kDa; 67LR), và VAPG (67LR) đã được đưa vào các hydrogel để nghiên cứu tác động của chúng đến VICs. DGEA, YIGSR, và VAPG một mình không đủ để kích thích sự bám dính ổn định của VIC. Do đó, các peptide này đã được nghiên cứu kết hợp với 1 mM RGDS. Đối với VICs nuôi cấy trên bề mặt hydrogel hai chiều, YIGSR và VAPG đã điều chỉnh giảm biểu hiện của alpha-actin cơ trơn (đánh dấu hoạt hóa myofibroblast); DGEA thúc đẩy sự bám dính của VIC và lắng đọng ECM trung gian VIC đồng thời ức chế hoạt động của phosphatase kiềm (đánh dấu phân biệt osteogenic). Hơn nữa, sự kết hợp của YIGSR và DGEA đã thúc đẩy lắng đọng ECM đồng thời ức chế cả sự phân biệt myofibroblast và osteogenic. Tuy nhiên, VICs đã có phản ứng khác nhau với các ligand dính khi được nuôi cấy trong các hydrogel ba chiều, với hầu hết VICs giả định kiểu hình khỏe mạnh, nghỉ ngơi dưới tất cả các điều kiện peptide đã được thử nghiệm. DGEA thúc đẩy sự lắng đọng ECM bởi VICs trong hydrogel. tổng thể, chúng tôi chứng minh rằng việc trình bày các peptide đã xác định nhắm mục tiêu đến các thụ thể bám dính cụ thể có thể được sử dụng để điều chỉnh sự bám dính, kiểu hình và tổng hợp ECM của VIC.
Từ khóa
#ma trận ngoại bào #tế bào kẽ van #peptide gắn kết #sự bám dính #loại hình tế bào #lắng đọng ECMTài liệu tham khảo
Abe, T., Y. Abe, Y. Aida, Y. Hara, and K. Maeda. Extracellular matrix regulates induction of alkaline phosphatase expression by ascorbic acid in human fibroblasts. J. Cell. Physiol. 189:144–151, 2001.
Anderson, J. M., M. Kushwaha, A. Tambralli, S. L. Bellis, R. P. Camata, and H.-W. Jun. Osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells directed by extracellular matrix-mimicking ligands in a biomimetic self-assembled peptide amphiphile nanomatrix. Biomacromolecules 10:2935–2944, 2009.
Anderson, J. M., J. B. Vines, J. L. Patterson, H. Chen, A. Javed, and H.-W. Jun. Osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells synergistically enhanced by biomimetic peptide amphiphiles combined with conditioned medium. Acta Biomater. 7:675–682, 2011.
Barth, M., H. Schumacher, C. Kuhn, P. Akhyari, A. Lichtenberg, and W. W. Franke. Cordial connections: molecular ensembles and structures of adhering junctions connecting interstitial cells of cardiac valves in situ and in cell culture. Cell Tissue Res. 337:63–77, 2009.
Benton, J. A., B. D. Fairbanks, and K. S. Anseth. Characterization of valvular interstitial cell function in three dimensional matrix metalloproteinase degradable PEG hydrogels. Biomaterials 30:6593–6603, 2009.
Chen, J.-H., and C. A. Simmons. Cell-matrix interactions in the pathobiology of calcific aortic valve disease: critical roles for matricellular, matricrine, and matrix mechanics cues. Circ. Res. 108:1510–1524, 2011.
Christ, K. V., K. B. Williamson, K. S. Masters, and K. T. Turner. Measurement of single-cell adhesion strength using a microfluidic assay. Biomed. Microdevices 12:443–455, 2010.
Cukierman, E., R. Pankov, D. R. Stevens, and K. M. Yamada. Taking cell-matrix adhesions to the third dimension. Science 294:1708–1712, 2001.
Cushing, M. C., J.-T. Liao, M. P. Jaeggli, and K. S. Anseth. Material-based regulation of the myofibroblast phenotype. Biomaterials 28:3378–3387, 2007.
DeLong, S. A., J. J. Moon, and J. L. West. Covalently immobilized gradients of bFGF on hydrogel scaffolds for directed cell migration. Biomaterials 26:3227–3234, 2005.
Duan, B., L. A. Hockaday, E. Kapetanovic, K. H. Kang, and J. T. Butcher. Stiffness and adhesivity control aortic valve interstitial cell behavior within hyaluronic acid based hydrogels. Acta Biomater. 9:7640–7650, 2013.
Frith, J. E., R. J. Mills, J. E. Hudson, and J. J. Cooper-White. Tailored integrin-extracellular matrix interactions to direct human mesenchymal stem cell differentiation. Stem Cells Dev. 21:2442–2456, 2012.
Gandaglia, A., A. Bagno, F. Naso, M. Spina, and G. Gerosa. Cells, scaffolds and bioreactors for tissue-engineered heart valves: a journey from basic concepts to contemporary developmental innovations. Eur. J. Cardiothorac. Surg. 39:523–531, 2011.
Gandavarapu, N. R., D. L. Alge, and K. S. Anseth. Osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells on α5 integrin binding peptide hydrogels is dependent on substrate elasticity. Biomater. Sci. 2:352–361, 2014.
Giancotti, F. G., and E. Ruoslahti. Integrin Signaling. Science 285:1028–1032, 1999.
Gobin, A. S., and J. L. West. Val-ala-pro-gly, an elastin-derived non-integrin ligand: smooth muscle cell adhesion and specificity. J. Biomed. Mater. Res. A 67:255–259, 2003.
Gould, S. T., and K. S. Anseth. Role of cell–matrix interactions on VIC phenotype and tissue deposition in 3D PEG hydrogels. Med: J. Tissue Eng. Regen, 2013.
Gould, S. T., N. J. Darling, and K. S. Anseth. Small peptide functionalized thiol-ene hydrogels as culture substrates for understanding valvular interstitial cell activation and de novo tissue deposition. Acta Biomater. 8:3201–3209, 2012.
Graf, J., et al. A pentapeptide from the laminin B1 chain mediates cell adhesion and binds the 67 000 laminin receptor. Biochemistry 26:6896–6900, 1987.
Gregory, T. R. Nucleotypic effects without nuclei: genome size and erythrocyte size in mammals. Genome 43:895–901, 2000.
Griffith, L. G., and M. A. Swartz. Capturing complex 3D tissue physiology in vitro. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 7:211–224, 2006.
Gu, X., and K. S. Masters. Regulation of valvular interstitial cell calcification by adhesive peptide sequences. J. Biomed. Mater. Res. A 93:1620–1630, 2010.
Harbers, G. M., and K. E. Healy. The effect of ligand type and density on osteoblast adhesion, proliferation, and matrix mineralization. J. Biomed. Mater. Res. A 75:855–869, 2005.
Heino, J. The collagen receptor integrins have distinct ligand recognition and signaling functions. Matrix Biol. 19:319–323, 2000.
Hern, D. L., and J. A. Hubbell. Incorporation of adhesion peptides into nonadhesive hydrogels useful for tissue resurfacing. J. Biomed. Mater. Res. 39:266–276, 1998.
Hersel, U., C. Dahmen, and H. Kessler. RGD modified polymers: biomaterials for stimulated cell adhesion and beyond. Biomaterials 24:4385–4415, 2003.
Hinek, A., M. Rabinovitch, F. Keeley, Y. Okamura-Oho, and J. Callahan. The 67-kD elastin/laminin-binding protein is related to an enzymatically inactive, alternatively spliced form of β-galactosidase. J. Clin. Invest. 91:1198–1205, 1993.
Ivaska, J., H. Reunanen, J. Westermarck, L. Koivisto, V. M. Kähäri, and J. Heino. Integrin alpha2beta1 mediates isoform-specific activation of p38 and upregulation of collagen gene transcription by a mechanism involving the alpha2 cytoplasmic tail. J. Cell Biol. 147:401–416, 1999.
Kang, L. H., P. A. Armstrong, L. J. Lee, B. Duan, K. H. Kang, and J. T. Butcher. Optimizing photo-encapsulation viability of heart valve cell types in 3D printable composite hydrogels. Eng: Ann. Biomed, 2016.
Kloxin, A. M., J. A. Benton, and K. S. Anseth. In situ elasticity modulation with dynamic substrates to direct cell phenotype. Biomaterials 31:1–8, 2010.
Latif, N., P. Sarathchandra, P. M. Taylor, J. Antoniw, and M. H. Yacoub. Molecules mediating cell-ECM and cell-cell communication in human heart valves. Cell Biochem. Biophys. 43:275–287, 2005.
Latif, N., P. Sarathchandra, P. M. Taylor, J. Antoniw, and M. H. Yacoub. Localization and pattern of expression of extracellular matrix components in human heart valves. J. Heart Valve Dis. 14:218–227, 2005.
Lian, J. B., and G. S. Stein. Concepts of osteoblast growth and differentiation: basis for modulation of bone cell development and tissue formation. Crit. Rev. Oral Biol. Med. 3:269–305, 1992.
Liu, A. C., V. R. Joag, and A. I. Gotlieb. The emerging role of valve interstitial cell phenotypes in regulating heart valve pathobiology. Am. J. Pathol. 171:1407–1418, 2007.
Margadant, C., H. N. Monsuur, J. C. Norman, and A. Sonnenberg. Mechanisms of integrin activation and trafficking. Curr. Opin. Cell Biol. 23:607–614, 2011.
Mavrilas, D., and Y. Missirlis. An approach to the optimization of preparation of bioprosthetic heart valves. J. Biomech. 24:331–339, 1991.
May-Newman, K., C. Lam, and F. C. P. Yin. A hyperelastic constitutive law for aortic valve tissue. J. Biomech. Eng. 131:081009, 2009.
Monzack, E. L., X. Gu, and K. S. Masters. Efficacy of simvastatin treatment of valvular interstitial cells varies with the extracellular environment. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 29:246–253, 2009.
Moon, J. J., et al. Biomimetic hydrogels with pro-angiogenic properties. Biomaterials 31:3840–3847, 2010.
Munoz-Pinto, D. J., A. C. Jimenez-Vergara, L. M. Gelves, R. E. McMahon, V. Guiza-Arguello, and M. S. Hahn. Probing vocal fold fibroblast response to hyaluronan in 3D contexts. Biotechnol. Bioeng. 104:821–831, 2009.
Nelson, J., et al. The 67 kDa laminin receptor: structure, function and role in disease. Biosci. Rep. 28:33–48, 2008.
Pho, M., W. Lee, D. R. Watt, C. Laschinger, C. A. Simmons, and C. A. McCulloch. Cofilin is a marker of myofibroblast differentiation in cells from porcine aortic cardiac valves. Am. J. Physiol. 294:H1767–H1778, 2008.
Quinlan, A. M. T., and K. L. Billiar. Investigating the role of substrate stiffness in the persistence of valvular interstitial cell activation. J. Biomed. Mater. Res. A 100:2474–2482, 2012.
Rabkin-Aikawa, E., M. Farber, M. Aikawa, and F. J. Schoen. Dynamic and reversible changes of interstitial cell phenotype during remodeling of cardiac valves. J. Heart Valve Dis. 13:841–847, 2004.
Rodriguez, K. J., and K. S. Masters. Regulation of valvular interstitial cell calcification by components of the extracellular matrix. J. Biomed. Mater. Res. A 90:1043–1053, 2009.
Rodriguez, K. J., L. M. Piechura, and K. S. Masters. Regulation of valvular interstitial cell phenotype and function by hyaluronic acid in 2-D and 3-D culture environments. Matrix Biol. 30:70–82, 2011.
Roger, V. L., et al. Heart disease and stroke statistics–2012 update: a report from the American Heart Association. Circulation 125:e2–e220, 2012.
Schenke-Layland, K. I. Riemann, F. Opitz, K. König, K.J. Halbhuber, and U.A. Stock. Comparative study of cellular and extracellular matrix composition of native and tissue engineered heart valves. Matrix Biol. 23:113–125, 2004.
Schoen, F. J. Heart valve tissue engineering: quo vadis? Curr. Opin. Biotechnol. 22:698–705, 2011.
Stephens, E. H., J. L. Carroll, and K. J. Grande-Allen. The use of collagenase III for the isolation of porcine aortic valvular interstitial cells: rationale and optimization. J. Heart Valve Dis. 16:175–183, 2007.
Stephens, E. H., C. A. Durst, J. C. Swanson, K. J. Grande-Allen, N. B. Ingels, and D. C. Miller. Functional coupling of valvular interstitial cells and collagen via α2β1 integrins in the mitral leaflet. Cell. Mol. Bioeng. 3:428–437, 2010.
Taylor, P. M., P. Batten, N. J. Brand, P. S. Thomas, and M. H. Yacoub. The cardiac valve interstitial cell. Int. J. Biochem. Cell Biol. 35:113–118, 2003.
Vesely, I., and D. Boughner. Analysis of the bending behaviour of porcine xenograft leaflets and of natural aortic valve material: bending stiffness, neutral axis and shear measurements. J. Biomech. 22:655–671, 1989.
Vesely, I., and R. Noseworthy. Micromechanics of the fibrosa and the ventricularis in aortic valve leaflets. J. Biomech. 25:101–113, 1992.
Wang, H., S. M. Haeger, A. M. Kloxin, L. A. Leinwand, and K. S. Anseth. Redirecting valvular myofibroblasts into dormant fibroblasts through light-mediated reduction in substrate modulus. PLoS ONE 7:e39969, 2012.
Weind, K. L., C. G. Ellis, and D. R. Boughner. Aortic valve cusp vessel density: Relationship with tissue thickness. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 123:333–340, 2002.
West, J. L., and J. A. Hubbell. Polymeric biomaterials with degradation sites for proteases involved in cell migration. Macromolecules 32:241–244, 1999.
Wu, Y., D. S. Puperi, K. J. Grande-Allen, and J. L. West. Ascorbic acid promotes extracellular matrix deposition while preserving valve interstitial cell quiescence within 3D hydrogel scaffolds. Med: J. Tissue Eng. Regen, 2015.
Zustiak, S. P., R. Durbal, and J. B. Leach. Influence of cell-adhesive peptide ligands on poly(ethylene glycol) hydrogel physical, mechanical and transport properties. Acta Biomater. 6:3404–3414, 2010.