Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Tổn thương do ánh sáng do acridine orange gây ra ở các phần microsome và lysosome
Tóm tắt
Việc chiếu xạ các microsome bằng ánh sáng nhìn thấy trong sự hiện diện của acridine orange được thêm vào từ bên ngoài dẫn đến việc tiêu thụ O2, tích lũy malondialdehyde và làm bất hoạt hệ enzym chuyển hóa thuốc ở microsome. Hiệu ứng này được phản ánh qua việc giảm hoạt động của NADPH-cytochrome P450 và NADH-cytochrome b5 reductase cũng như hàm lượng cytochromes P450 và b5 lần lượt là 88%, 85%, 60% và 34% sau 5 phút chiếu xạ. Tình trạng thiếu oxy đã ngăn ngừa sự bất hoạt của cả hai reductase từ 70% đến 90%, trong khi đó ngăn chặn hoàn toàn sự phân hủy cytochrome b5. Sự hiện diện của các chất khử, với chi phí từ NADPH và NADH, cung cấp một sự bảo vệ phần nào (40—54% hoạt động còn lại) chống lại tổn thương do quang cảm ứng lên cả hoạt động của các reductase, trong khi đó gần như bảo vệ hoàn toàn cytochrome b5. Quá trình quang cảm ứng của sự peroxid hóa lipid cũng như sự bất hoạt của hệ thống chuyển hóa thuốc ở microsome dường như liên quan đến cả hai quá trình loại I và loại II. Sản phẩm của quá trình peroxid hóa lipid có thể cũng đóng vai trò trong việc bất hoạt enzym và phân hủy cytochrome, như đã được gợi ý bởi các nghiên cứu động học và diễn tiến theo thời gian cũng như trạng thái oxy hóa khử của microsome. Sự hấp thu acridine orange bởi các lysosome tách biệt phụ thuộc tuyến tính vào nồng độ của thuốc nhuộm được thêm vào và sự phân bố giữa acridine orange ngoài lysosome và trong lysosome phụ thuộc mạnh vào lượng lysosome có sẵn. Việc chiếu xạ các lysosome chứa acridine orange (cường độ ánh sáng tại vị trí mẫu ∼ 320 mW/cm2) gây tổn thương màng dẫn đến sự giải phóng nhanh chóng của enzym (hoạt động N-acetyl-β-glucosaminidase) vào môi trường, đi kèm là sự mất hoạt động trong dung dịch chứa lysosome và một phần tổn thương quang của enzym. Song song, sự tích lũy các vật chất phản ứng với axit thiobarbituric tăng lên trong hỗn hợp phản ứng khi thời gian chiếu xạ tăng. Khi cường độ ánh sáng tại vị trí được giảm xuống ∼3.6 mW/cm2, tổn thương quang của lysosome ở mức độ nhỏ hơn, cho phép sự thể hiện của một giai đoạn trì hoãn, giai đoạn này giảm dần theo thời gian chiếu xạ, có thể phản ánh sự kích hoạt giai đoạn đầu tiên của lysosome, trước khi giải phóng các enzym lysosome.
Từ khóa
#acridine orange #tổn thương quang #microsome #lysosome #enzyme #peroxid hóa lipid #NADPH #NADHTài liệu tham khảo
Augusto O, Packer L (1981) Selective inactivation of microsomal drug metabolizing proteins by visible light. Photochem Photobiol 33:765–767
Bildlack WR (1978) Microsomal peroxidase activities. Effect of cumene hydroperoxide on the pyridine nucleotide-reduced cytochrome b5 steady state. Biochem Pharmacol 29:1605–1608
Bodaness RS, Chan PC (1977) Singlet oxygen as a mediator in the hemotoporphyrin-catalyzed photooxidation of NADPH to NADP in deuterium oxide. J Biol Chem 252:8554–8560
Cadenas E, Ginsber M, Rabe U, Sies H (1984) Estimation of alpha-tocopherol antioxidant activity in microsomal lipid peroxidation as detected by low-level chemiluminescence. Biochem J 223:755–759
Cadenas E, Sies H (1982) Low-level chemiluminescence of liver microsomal fractions initiated by t-butyl hydroperoxide. Relation to microsomal hemoproteins, oxygen dependence, and lipid peroxidation. Eur J Biochem 124:349–356
Decuyper J, Houba-Hérin N, Carlberg-Bacq CM, van de Vorst A (1984) Evidence for the production of singlet oxygen by photoexcited acridine orange. Photochem Photobiol 40: 149–151
de Duve C (1969) The lysosome in retrospect. In: Dingle JT, Fell HB (eds) Lysosomes in biology and pathology, vol. I. North-Holland Publishing, pp 3-40
de Duve C, de Barsy T, Poole B, Trouet A, Tulkens P, Van Hoof F (1974) Lysosomotropic agents. Biochem Pharmacol 23:2495–2531
Dingle JT, Barrett AJ (1969) Uptake of biologically-related substances by lysosomes. Proc Roy Soc B 173:85–93
Doleiden FH, Fahrenholtz SR, Lamola AA, Trozzolo AM (1974) Reactivity of cholesterol and some fatty acids toward singlet oxygen. Photochem Photobiol 20:519–521
Ericsson JLE, Brunk UT (1975) Alterations in lysosomal membranes as related to disease processes. In: Trump BF, Arstila AU (eds) Pathobiology of Cell Membranes. Academic Press, New York, pp 217–253
Estabrook RW, Werringloer J (1978) The measurement of difference spectra: application to the cytochromes of microsomes. Meth Enzymol 52:212–221
Esterbauer H (1982) Aldehydic products of lipid peroxidation. In: McBrien DCH, Slater TF (eds) Free radicals, lipid peroxidation, and cancer. Academic Press, New York, pp 102–108
Foote CS (1976) Photosensitized oxidation and singlet oxygen: consequences in biological systems. In: Pryor WA (ed) Free radicals in biology and medicine, vol. II. Academic Press, New York, pp 85–134
Gorman AA, Hamblett I, Rodgers MAJ (1984) The efficiency of triplet energy transfer to O2(3Σ -g ): sensitizer and medium dependence. J Photochem 25:115–116
Houba-Hérin N, Calberg-Bacq CM, van de Vorst A (1984) Photodynamic activity of acridine orange: peroxide radical induction in DNA and synthetic polynucleotides. Int J Radiat Biol 45:487–495
Imray FP, MacPhee DG (1973) The role of DNA polymerase I and the rec system in survival of bacteria and bacteriophages damaged by the photodynamic action of acridine orange. Mol Gen Genet 123:289–298
Ito T (1978) Cellular and subcellular mechanisms of photodynamic action: the1O2 hypothesis as a driving force in recent research. Photochem Photobiol 28:493–508
Iwamoto Y, Mifuchi I, Yielding LW (1985) Photodynamic mutagenic action of acridine compounds on yeastSaccharomyces cerevisiae. Mutat Res 158:169–175
Kobayashi K (1978) Effect of sodium azide on photodynamic induction of genetic changes in yeast. Photochem Photobiol 28:535–538
Kobayashi K, Ito T (1977) Wavelength dependence of singlet oxygen mechanism in acridine orange-sensitized photodynamic action in yeast cells: experiments with 470 nm. Photochem Photobiol 25:385–388
Krasnovsky AA Jr, Kagan VE, Minim AA (1983) Quenching of singlet oxygen luminescence by fatty acids and lipids. Contribution of physical and chemical mechanisms. FEBS Lett 155: 233–236
Leaback DH, Walker PG (1961). Studies on glucosaminidase. 4. The fluorimetric assay of N-acetyl-β-glucosaminidase. Biochem J 78:151–156
Litwin J, Riesterer Z (1973) The effect of photosensitizing dyes on the3H-thymidine incorporation of cells grown in vitro. Exp Cell Res 79:191–198
Mihara K, Sato R (1978) Detergent-solubilized NADH-cytochrome b5 reductase. Methods Enzymol 52:102–109
Olsson GM, Rundquist I, Brunk U (1987) Flow cytofluorometry of lysosomal acridine orange uptake by living cultured cells. Effect of trypsinization and starvation. Acta Pathol Microbiol Immunol Scand [A]95:159–165
Olsson GM, Rungby J, Rundquist I, Brunk U (1988) Evaluation of lysosomal stability in living cultured macrophages by cytofluorometry. Effect of silver lactate and hypotonic conditions. Virchows Arch 56:263–269
Omura T, Sato R (1964) The carbon monoxide-binding pigment of liver microsomes. I. Evidence for its hemoprotein nature. J Biol Chem 239:2370–2378
Rundquist I, Olsson M, Brunk U (1984) Cytofluorometric quantitation of acridine orange uptake by cultured cells. Acta Pathol Microbiol Immunol Scand (A) 92:303–309
Wattiaux R, Wattiaux-De Coninck S, Ronveaux-Dupal MF, Dubois F (1978) Isolation of rat liver lysosomes by isopycnic centrifugation in a metrizamide gradient. J Cell Biol 78:349–368