Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Tích lũy các axit hydroxybenzoic và các axit phenolic hoạt tính sinh học khác trong các nền văn hóa chồi và mô callus của Aronia melanocarpa (Michx.) Elliott (trái táo đen)
Tóm tắt
Các axit phenolic là các chất chuyển hóa từ thực vật quan trọng trong liệu pháp thực vật và cũng trong ngành công nghiệp mỹ phẩm. Trong nghiên cứu này, các nền văn hóa chồi và mô callus đang phát triển của Aronia melanocarpa đã được thiết lập và duy trì trên môi trường Linsmaier và Skoog (L-S) chứa các mức độ của axit α-naphthaleneacetic (NAA) và 6-benzyladenine (BA), dao động từ 0,1 đến 3,0 mg l−1. Các chiết xuất methanol từ sinh khối của những nền văn hóa này và từ trái của các cây trồng trong đất đã được sử dụng để xác định lượng axit phenolic tự do và axit cinnamic bằng phương pháp sắc ký lỏng hiệu năng cao (HPLC). Trong tổng số mười hai hợp chất đã phân tích, tất cả các chiết xuất đều chứa bốn hợp chất: axit caffeic, axit p-hydroxybenzoic, axit syringic và axit vanillic. Hơn nữa, các chiết xuất chồi cũng chứa axit salicylic (axit o-hydroxybenzoic), trong khi các chiết xuất mô callus chứa axit p-coumaric. Mặt khác, các chiết xuất trái cũng chứa cả axit salicylic và axit p-coumaric. Tổng lượng các hợp chất phân tích trong các chiết xuất từ cả nền văn hóa chồi và mô callus phụ thuộc vào môi trường L-S được sử dụng, và thay đổi từ 103,05 đến 150,95 mg 100 g−1 trọng lượng khô (DW), và từ 50,23 đến 81,56 mg 100 g−1 DW, tương ứng. Cả hai loại nền văn hóa đều chứa mức độ axit phenolic cao hơn so với các chiết xuất từ trái cây (32,43 mg 100 g−1 DW). Trong các nền văn hóa chồi, axit p-hydroxybenzoic và axit salicylic là các chất chuyển hóa chính (đạt 55,14 và 78,25 mg 100 g−1 DW, tương ứng), trong khi trong các nền văn hóa mô callus, axit p-hydroxybenzoic (25,60 mg 100 g−1 DW) và axit syringic (41,20 mg 100 g−1 DW) là các hợp chất chính. Trong các chiết xuất từ trái, axit salicylic (15,60 mg 100 g−1 DW) và axit p-hydroxybenzoic (5,29 mg 100 g−1 DW) là các hợp chất chiếm ưu thế.
Từ khóa
#Axit phenolic #Aronia melanocarpa #HPLC #NAA #BA #phương pháp chiết xuất #mô callus #chồi.Tài liệu tham khảo
Charlwood BV, Charlwood SK, Molina-Tores JM (1990) Accumulation of secondary compounds by organized plant cultures. In: Charlwood BV, Rhodes MJC (eds) Secondary products from plant tissue cultures. Clarendon Press, Oxford, pp 167–200
Chong KP, Rossall S, Atong M (2009) In vitro antimicrobial activity and fungitoxicity of syringic acid, caffeic acid and 4-hydroxybenzoic acid against Ganoderma boninense. J Agr Sci 1:15–20
Coste A, Vlase L, Halmagyi A, Deliu C, Coldea G (2011) Effects of plant growth regulators and elicitors on production of secondary metabolites in shoot cultures of Hypericum hirsutum and Hypericum maculatum. Plant Cell Tiss Organ Cult 106:279–288
Dewick PM (1997) Medicinal natural products A biosynthetic approach. John Wiley & Sons, Chichester
Ekiert H (1993) Ammi majus L (Bishop’s weed): in vitro culture and the production of coumarin compounds. In: Bajaj YPS (ed) Biotechnology in agriculture and forestry Medicinal and aromatic plants IV. Springer Verlag, Berlin–Heidelberg, New York, pp 1–17
Ekiert H, Czygan FC (2007) Secondary metabolites in in vitro cultures of Ruta graveolens L. and Ruta graveolens ssp. divaricata (Tenore) Gams. In: Ramawat KG, Merillon JM (eds) Biotechnology: secondary metabolites. Plants and microbes. Science Publishers, Plymouth, pp 445–482
Ekiert H, Gomółka E (2000a) Coumarin compounds in Ammi majus L. callus cultures. Pharmazie 55:684–687
Ekiert H, Gomółka E (2000b) Furanocoumarins in Pastinaca sativa L. in vitro culture. Pharmazie 55:618–620
Ekiert H, Piekoszewska A, Szewczyk A, Baczyńska S, Kuś A (2008) Isolation and identification of selected phenolic acids from biomass of Ruta graveolens L. and Ruta graveolens ssp. divaricata (Tenore) Gams cultured in vitro. Acta Biochim Pol 55:61
Ekiert H, Szewczyk A, Kuś A (2009) Free phenolic acids in Ruta graveolens L. in vitro culture. Pharmazie 64:694–696
El Tahchy A, Bordage S, Ptak A, Dupire F, Barre E, Guillou C, Henry M, Chapleur Y, Laurain-Mattar D (2011) Effects of sucrose and plant growth regulators on acetylcholinesterase inhibitory activity of alkaloids accumulated in shoot cultures of Amaryllidaceae. Plant Cell Tiss Organ Cult 106:381–390
Grover A, Yadav JS, Biswas R, Pavan CSS, Mishra P, Bisaria VS, Sundar D (2012) Production of monoterpenoids and aroma compounds from cell suspension cultures of Camellia sinensis. Plant Cell Tiss Organ Cult 108:323–331
Hegnauer R (1973) Chemotaxonomie der Pflanzen: Vol. 6. Birkhäuser Verlag Basel und Stuttgart, Basel
Itoh A, Isoda K, Kondoh M, Kawase M, Kobayashi M, Tamesada M, Yagi K (2009) hepatoprotective effect of syringic acid and vanillic acid on concanavalin A-induced liver injury. Biol Pharm Bull 32:1215–1219
Itoh A, Isoda K, Kondoh M, Kawase M, Watari A, Kobayashi M, Tamesada M, Yagi K (2010) Hepatoprotective effect of syringic acid and vanillic acid on CCl4-induced liver injury. Biol Pharm Bull 33:983–987
Kong WK, Zhao YL, Shan LM, Xiao XH, Guo WY (2008) Thermochemical studies on the quantity—antibacterial effect relationship of four organic acids from Radix Isatidis on Escherichia coli growth. Biol Pharm Bull 31:1301–1305
Kulling SE, Rawel HM (2008) Chokeberry (Aronia melanocarpa)—a review on the characteristic components and potential health effects. Planta Med 74:1625–1634
Laranjinha JA, Almeida LM, Madeira VM (1994) Reactivity of dietary phenolic acids with peroxyl radicals: antioxidant activity upon low density lipoprotein peroxidation. Biochem Pharmacol 48:487–494
Lee Y, Lee DE, Lee HS, Kim SK, Lee WS, Kim SH, Kim MW (2011) Influence of auxins, cytokinins, and nitrogen on production of rutin from callus and adventitious roots of the white mulberry tree (Morus alba L.). Plant Cell Tiss Organ Cult 105:9–19
Lin AN, Nakatsui T (1998) Salicylic acid revisited. Int J Dermatol 37:335–342
Linsmaier EM, Skoog F (1965) Organic growth factor requiments of tabacco tissue culture. Physiol Plant 18:100–127
Makri O, Kintzios S (2004) In vitro rosmarinic acid production: an update. In: Ramawat KG (ed) Biotechnology of medicinal plants. Vitalizer and therapeutic. Science Publishers, Enfiled, Plymouth, pp 19–31
Martinussen I, Nilsen G, Svenson L, Junttila O, Rapp K (2004) In vitro propagation of cloudberry (Rubus chamaemorus). Plant Cell Tiss Organ Cult 78:43–49
Murashige T, Skoog F (1962) A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol Plant 15:473–497
Nardini M, D’Aquino M, Tomassi G, Gentili V, Di Felice M, Scaccini C (1995) Inhibition of human low-density lipoprotein oxidation by caffeic acid and other hydroxycinnamic acid derivatives. Free Radic Biol Med 19:541–552
Piekoszewska A, Baczyńska S, Ekiert H (2008) Free phenolic acids in stationary liquid culture of Ruta graveolens ssp. divaricata (Tenore) Gams. Acta Biochim Pol 55:57
Pugazhendhi D, Pope GS, Darbre PD (2005) Oestrogenic activity of p-hydroxybenzoic acid (common metabolite of paraben esters) and methylparaben in human breast cancer cell lines. J Appl Toxicol 25:301–309
Ramawat KG, Mathur M (2007) Factors affecting the production of secondary metabolites. In: Ramawat KG, Merillon JM (eds) Biotechnology: secondary metabolites. Plants and microbes. Science Publ. Inc, Enfield, Jersey, Plymouth, pp 59–102
Rice-Evans CA, Miller NJ, Paganga G (1996) Structure-antioxidant activity relationships of flavonoids and phenolic acids. Free Radic Biol Med 20:933–956
Rout GR, Samantaray S, Mottley J, Das P (1999) Biotechnology of the rose: a review of recent progress. Sci Hortic 81:201–228
Sánchez-Maldonado AF, Schieber A, Gänzle MG (2011) Structure–function relationships of the antibacterial activity of phenolic acids and their metabolism by lactic acid bacteria. J Appl Microbiol 111:1–9
Sroka Z, Cisowski W (2003) Hydrogen peroxide scavenging, antioxidant and anti-radical activity of some phenolic acids. Food Chem Toxicol 41:753–758
Szopa A, Ekiert H (2011) Lignans in Schisandra chinensis in vitro cultures. Pharmazie 66:633–634
Szopa A, Ekiert H (2012) In vitro cultures of Schisandra chinensis (Turcz.) Baill. (Chinese magnolia vine) - a potential biotechnological rich source of therapeutically important phenolic acids. Appl Biochem Biotechnol 166:1941–1948
Szopa A, Ekiert H, Szewczyk A, Fugas E (2012) Production of bioactive phenolic acids and furanocoumarins in in vitro cultures of Ruta graveolens L. and Ruta graveolens ssp. divaricata (Tenore) Gams. under different light conditions. Plant Cell Tiss Organ Cult 110:329–336
Thiem B, Śliwińska E (2003) Flow cytometric analysis of nuclear DNA content in cloudberry (Rubus chamaemorus L.) in vitro cultures. Plant Sci 164:129–134
Tian S, Nakamura K, Cui T, Kayahara H (2005) High-performance liquid chromatographic determination of phenolic compounds in rice. J Chromatogr A 1063:121–128
Wen A, Delaquis P, Stanich K, Toivonen P (2003) Antilisterial activity of selected phenolic acids. Food Microbiol 20:305–311
Zdunczyka Z, Frejnagela S, Wróblewska M, Juśkiewicz J, Oszmiański J, Estrellac I (2002) Biological activity of polyphenol extracts from different plant sources. Food Res Int 35:183–186