Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Kỹ thuật đánh dấu huỳnh quang nhiễm sắc thể mới kết hợp nhuộm DAPI với phân tích hình ảnh trong thực vật
Tóm tắt
Trong nghiên cứu này, một kỹ thuật đánh dấu huỳnh quang nhiễm sắc thể mới đã được phát triển trong thực vật. Kỹ thuật này kết hợp nhuộm 4′,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) với phân tích phần mềm bao gồm hình ảnh ba chiều sau quá trình khử biến hình. Các dải DAPI rõ ràng, đa dạng và liền kề giống như các dải G đã được thu nhận qua kỹ thuật này ở các loài đã thử nghiệm bao gồm Hordeum vulgare L., Oryza officinalis, Wall & Watt, Triticum aestivum L., Lilium brownii, Brown, và Vicia faba L. Trong giai đoạn metafase của quá trình phân bào nguyên phân, số lượng dải cho bộ gen đơn bội của các loài này lần lượt là khoảng 185, 141, 309, 456 và 194. Phân tích tính tái lặp cho thấy mô hình dải trong một loài là ổn định ở cùng một giai đoạn phân bào và có thể được sử dụng để xác định các nhiễm sắc thể và vùng nhiễm sắc thể cụ thể. Số lượng dải có sự dao động: giai đoạn phân bào càng sớm thì số lượng dải càng lớn. Kỹ thuật này cho phép xác định vị trí của các gen lên các vùng dải cụ thể của nhiễm sắc thể chỉ qua một bước lai ghép huỳnh quang tại chỗ (FISH) mà không cần điều trị bằng hóa chất. Trong nghiên cứu này, các rDNA 45S và 5S của một số loài đã thử nghiệm được xác định trên các vùng dải cụ thể của các nhiễm sắc thể tương ứng và đều nằm ở các vùng giữa với kỹ thuật mới này. Vì không sử dụng phương pháp điều trị bằng hóa chất, các mô hình dải xuất hiện qua kỹ thuật này nên phản ánh các đặc điểm hình thái tự nhiên của nhiễm sắc thể. Do đó, có thể mong đợi rằng kỹ thuật này sẽ phù hợp cho tất cả các eukaryote và có ứng dụng rộng rãi trong phân tích cấu trúc nhiễm sắc thể và lập bản đồ vật lý của các gen.
Từ khóa
#kỹ thuật đánh dấu huỳnh quang nhiễm sắc thể #nhuộm DAPI #phân tích hình ảnh #thực vật #lập bản đồ genTài liệu tham khảo
Arhondakis S, Auletta F, Torelli G, D’Onofrio G (2004) Base composition and expression level of human genes. Gene 325:165–169
Bennett MD, Bhandol P, Leitch IJ (2000) Nuclear DNA amounts in angiosperms and their modern uses—807 new estimates. Ann Bot 86:859–909
Bobrow M, Madan K (1974) The effects of various banding procedures on human chromosomes, studied with acridine orange. Cytogenet Cell Genet 12:145–156
Busch W, Martin R, Herrmann RG (1994) Sensitivity enhancement of fluorescence in situ hybridization on plant chromosomes. Chromosome Res 2:15–20
Busch W, Martin R, Reinhold G, Herrmann RG, Hohmann U (1995) Repeated DNA sequences isolated by microdissection. I. Karyotyping of barley (Hordeum Vulgare L.). Genome 38:1082–1090
Cook PR (1995) A chromomeric model for nuclear and chromosome structure. J Cell Sci 108:2927–2935
Craig JM, Bickmore WA (1993) Chromosome bands—flavours to savour. BioEssays 15:349–354
De Cassia De Moura R, De Souza MJ, De Melo NF, De Castro Lira-Neto A (2003) Karyotypic characterization of representatives from Melolonthinae (Coleoptera: Scarabaeidae): karyotypic analysis, banding and fluorescent in situ hybridization (FISH). Hereditas 138:200–206
Drewary A (1982) G-banded chromosomes in Pinus resinosa. J Hered 73:305–306
Ergun MA, Tan E, Sahin FI, Menevse A (1999) Numerical chromosomal abnormalities detected by atomic force microscopy. Scanning 21:182–186
Fransz PF, Armstrong S, de Jong JH, Parnell LD, van Drunen C, Dean C, Zabel P, Bisseling T, Jones GH (2000) Integrated cytogenetic map of chromosome arm 4s of A. thaliana: structural organization of heterochromatic knob and centromere region. Cell 100:367–376
Fuchs J, Strehl S, Brandes A, Schweizer D, Schubert I (1998) Molecular-cytogenetic characterization of the Vicia faba genome—heterochromatin differentiation, replication patterns and sequence localization. Chromosome Res 6:219–230
Gernand D, Demidov D, Houben A (2003) The temporal and spatial pattern of histone H3 phosphorylation at serine 28 and serine 10 is similar in plants but differs between mono- and polycentric chromosomes. Cytogenet Genome Res 101:172–176
Hoshi O, Ushiki T (2001) Three-dimensional structure of G-banded human metaphase chromosomes observed by atomic force microscopy. Arch Histol Cytol 64:475–482
Houben A, Schubert I (2003) DNA and proteins of plant centromeres. Curr Opin Plant Biol 6:554–560
ISCN (1995) An international system for human cytogenetic nomenclature—high resolution banding. In: Mitelman F (ed) Karger, Basel
Kakeda K, Yamagata H, Fukui K, Ohno M, Fukui K, Wei ZZ, Zhu FS (1990) High resolution bands in maize chromosomes by G-banding methods. Theor Appl Genet 80:265–272
Lim KB, Wennekes J, de Jong JH, Jacobsen E, van Tuyl JM (2001) Karyotype analysis of Lilium longiflorum and Lilium rubellum by chromosome banding and fluorescence in situ hybridisation. Genome 44:911–918
Masahiro H, Fukashi S, Ayako M, Yukie M, Eiji H, Teiji K, Katsuhiko K, Shozo Z, Aeyuan H (2002) Tandem repeat DNA localizing on the proximal DAPI bands of chromosomes in Larix, Pinaceae. Genome 45:777–783
Moscone EA, Matzke MA, Matzke AJM (1997) The use of combined FISH/GISH in conjunction with DAPI counterstaining to identify chromosomes containing transgene inserts in amphidiploid tobacco. Chromosoma 105:231–236
Murata M, Orton TJ (1984) G-banded-like differentiation in mitotic prometaphase chromosomes of celery. J Hered 75:225–228
Muravenko OV, Samatadze TE, Zelenin AV (1999) Image and visual analyses of G-banding patterns of chamomile chromosomes. Membr Cell Biol 12:845–855
Muravenko OV, Amosova AV, Samatadze TE, Popov KV, Poletaev AI, Zelenin AV (2003) 9-Aminoacridine: an efficient reagent to improve human and plant chromosome banding patterns and to standardize chromosome image analysis. Cytometry 51:52–57
Musio A, Mariani T, Frediani C, Sbrana I, Ascoli C (1994) Longitudinal patterns similar to G-banding in untreated human chromosomes: evidence from atomic force microscope. Chromosoma 103:225–229
Nagaki K, Cheng Z, Ouyang S, Talbert PB, Kim M, Jones KM, Henikoff S, Buell CR, Jiang J (2004) Sequencing of a rice centromere uncovers active genes. Nat Genet 36:138–145
Oberringer M, Englisch A, Heinz B, Gao H, Martin T, Hartmann U (2004) Atomic force microscopy and scanning near-field optical microscopy studies on the characterization of human metaphase chromosomes. Eur Biophys J 32:620–627
Ocalewicz K, Jankun M, Luczynski M (2003) Homologous chromosomes characteristics by sequential banding procedures in rainbow trout Oncorhynchus mykiss. Folia Biol (Krakow) 51:41–46
Peffley EB, de Vries JN (1993) Giemsa G-banding in Allium. Biotech Histochem 168:83–86
Saitoh Y, Laemmli UK (1994) Metaphase chromosome structure: bands arise from a differential folding path of the highly AT-rich scaffold. Cell 76:609–622
Schubert I, Rieger R, Dobel P (1984) G and/or C-bands in plant chromosomes? J Cell Sci 71:111–120
Schulten HJ, Gunawan B, Otto F, Hassmann R, Hallermann R, Hallermann C, Noebel A, Fuzesi L (2002) Cytogenetic characterization of complex karyotypes in seven established melanoma cell lines by multiplex fluorescence in situ hybridization and DAPI banding. Cancer Genet Cytogenet 133:134–141
Song YC, Liu LH, Ding Y, Tian XB, Yao Q, Meng L, He GR, Xu MS (1994) Comparisons of G-banding patterns in six species of the Poaceae. Hereditas 121:31–38
Sumner AT (1982) The nature and mechanisms of chromosome banding. Cancer Genet Cytogenet 6:59–87
Ushiki T, Hoshi O, Iwai K, Kimura E, Shigeno M (2002) The structure of human metaphase chromosomes: its histological perspective and new horizons by atomic force microscopy. Arch Histol Cytol 65:377–390
Wang HC, Kao KN (1988) G-banding in plant chromosomes. Genome 30:48–51
Yang XF, Zhang ZL (1988) In situ induction of G-bands and microcoils in plant chromosomes. Hereditas 109:45–51