Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Đánh giá đa trung tâm về các phương pháp miễn dịch cho hormone kích thích nang, hormone lutein hóa và testosterone: Sự đồng thuận, độ chính xác và các giá trị tham chiếu
Tóm tắt
Nền tảng: Nhiều phòng thí nghiệm ở Ý sử dụng phương pháp phân tích miễn dịch phóng xạ để xác định nồng độ hormone giới tính (FSH, LH, testosterone). Do đó, việc so sánh các phương pháp phân tích là điểm khởi đầu quan trọng để đạt được các giá trị tham chiếu được công nhận toàn cầu. Mục tiêu: Thực hiện đánh giá chất lượng bên ngoài cho FSH, LH và testosterone. Vật liệu và phương pháp: Mười lăm mẫu phân chia từ 5 nhóm huyết thanh được phân tích nhiều lần bởi 16 phòng thí nghiệm của Ý sử dụng 5 phương pháp miễn dịch tự động (Abbott Architect, DiaSorin Liaison, Perkin-Elmer AutoDelfia, Roche Elecsys, Siemens Immulite 2000) và 1 phương pháp phân tích miễn dịch phóng xạ (Adaltis). Kết quả: Độ biến thiên dưới 12% đối với FSH, từ 11.61% đến 14.76% đối với LH và từ 9.57% đến 12.48% đối với testosterone. Độ chính xác của phương pháp phân tích là tốt, ngoại trừ Elecsys ở nồng độ thấp của FSH và Immulite ở nồng độ thấp của LH và testosterone. ARCHITECT cho thấy độ thiên lệch âm đối với FSH và LH và độ thiên lệch dương đối với testosterone; Liaison có độ thiên lệch dương đối với LH; Elecsys có độ thiên lệch dương đối với FSH và độ thiên lệch âm đối với testosterone; Immulite có độ thiên lệch dương đối với FSH; AutoDelfia có độ thiên lệch âm đối với FSH và độ thiên lệch dương đối với testosterone. Các khoảng tham chiếu ở mức thấp rất khác nhau, ngay cả ở các phòng thí nghiệm sử dụng cùng một phương pháp phân tích. Kết luận: Hiệu suất phân tích của các phương pháp miễn dịch được sử dụng rộng rãi cho FSH, LH và testosterone cho thấy mức độ đồng nhất từ trung bình đến mạnh. Cần thực hiện một đánh giá cẩn thận về các khoảng tham chiếu bởi các chuyên gia lâm sàng và phòng thí nghiệm, nhằm đạt được sự đồng thuận.
Từ khóa
#FSH #LH #testosterone #phương pháp phân tích miễn dịch phóng xạ #đánh giá chất lượng bên ngoài #khoảng tham chiếuTài liệu tham khảo
Yalow RS, Berson W. Immunoassay of endogenous plasma insulin in man. J Clin Invest 1960, 39: 1157–75.
Stanton PG, Burgon PG, Hearn MT, Robertson DM. Structural and functional characterization of hFSH and hLH isoforms. Mol Cell Endocrinol 1996, 125: 133–41.
Anobile CJ, Talbot JA, McCann SJ, Padmanabhan V, Robertson WR. Glycoform composition of serum gonadotropins through the normal menstrual cycle and in the post-menopause state. Mol Hum Reprod 1998, 47: 631–9.
Dighe AS, Moy JM, Hayes FJ, Sluss PM. High-resolution reference ranges for estradiol, luteinizing hormone, and follicle stimulating hormone in men and women using the AxSYM assay system. Clin Biochem 2005, 38: 175–9.
Radicioni AF, Anzuini A, De Marco E, Nofroni I, Castracane VD, Lenzi A. Changes in serum inhibin B during normal male puberty. Eur J Endocrinol 2005, 152: 1–8.
Carruthers M, Trinick TR, Wheeler MJ. The validity of androgen assays. Aging Male 2007, 10: 165–72.
Vesper HW, Cook Bothelo J. Standardization of testosterone measurements in humans. J Steroid Biochem Mol Biol 2010, 121: 513–9.
Rosner W, Auchus RJ, Azziz R, Sluss PM, Raff H. Position statement: utility, limitations, and pitfalls in measuring testosterone: an Endocrine Society Position Statement. J Clin Endocrinol Metab 2007, 92: 405–13.
Chen Y, Yazdanpanah M, Hoffman BR, Diamandis EP, Wong PY. Rapid determination of serum testosterone by liquid chromatography-isotope dilution tandem mass spectrometry and a split sample comparison with three automated immunoassay. Clin Biochem 2009, 42: 484–90.
National Committee for Clinical Laboratory Standards. Evaluation for Precision Performance of Clinical Chemistry Devices, Second Edition, Tentative Guideline. NCCLS Document EP5-T2. Villanova PA. March 1992.
Taieb J, Olivennes F, Birr AS, et al. Comparison of day 3 FSH values as determined by six different immunoassays. Hum Reprod 2002, 17: 926–8.
Goncharov N, Katsya G, Dobracheva A, et al. Serum testosterone measurement in men: evaluation of modern immunoassay technologies. Aging Male 2005, 12: 194–202.
Stricker R, Eberhart R, Chevailler M-C, Quinn FA, Bischof P, Stricker R. Establishment of detailed reference values for luteinizing hormone, follicle stimulating hormone, estradiol, and progesterone during different phases of the menstrual cycle on the Abbott ARCHITECT analyzer. Clin Chem Lab Med 2006, 44: 883–7.
Taieb J, Mathian B, Millot F, et al. Testosterone measured by 10 immunoassays and by isotope-dilution gas chromatography-mass spectrometry in sera from 116 men, women, and children. Clin Chem 2003, 49: 1381–95.
Wang C, Catlin DH, Demers LM, Starcevic B, Swerdloff RS. Measurement of total serum testosterone in adult men: comparison of current laboratory methods versus liquid chromatography-tandem mass spectrometry. J Clin Endocrinol Metab 2004, 89: 534–43.
Clinical and Laboratory Standards Institute. How to define and determine reference intervals in the clinical laboratory; approved guideline, 2nd ed. Document c28-A2. Villanova, PA: CLSI, 2000.
Sikaris K, McLachlan RI, Kazlauskas R, de Kretser D, Holden CA, Handelsman DJ. Reproductive hormone reference intervals for healthy fertile young men: evaluation of automated platform assays. J Clin Endocrinol Metab 2005, 90: 5928–36.
Lenzi A, Balercia G, Bellastella A, et al. Epidemiology, diagnosis, and treatment of male hypogonadotropic hypogonadism. J Endocrinol Invest 2009, 32: 934–8.
Demers LM. Testosterone and estradiol assays: Current and future trends. Steroids 2008, 73: 1333–8.
Ichihara K, Boyd JC on behalf of the IFCC Committee on Reference Intervals and Decision Limits (C-RIDL). An appraisal of statistical procedures used in derivation of reference intervals. Clin Chem Lab Med 2011, 48: 1537–51.