Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Máy kích thích tế bào cơ học được điều khiển bằng máy tính cho nuôi cấy mô: Tác động đến sự hình thành cơ xương
Tóm tắt
Một hệ thống nuôi cấy mô đã được phát triển, có khả năng kích thích cơ học các tế bào đang phát triển trên một nền plastic có độ đàn hồi cao trong buồng nuôi cấy tế bào 24 giếng. Nền có phủ collagen mà các tế bào bám và phát triển trong Bộ Kích Thích Tế Bào Cơ Học (Mô hình I) có thể bị kéo dài và thư giãn lặp đi lặp lại nhờ động cơ bước với độ chính xác tuyến tính 30 μm. Đơn vị điều khiển hoạt động là một máy tính Apple IIe được kết nối với buồng nuôi cấy tế bào thông qua các liên kết dữ liệu quang học và có khả năng mô phỏng nhiều mẫu hoạt động cơ học mà tế bào phải chịu trong điều kiện in vivo. Các myoblast xương sống của chim phát triển và hợp nhất thành những myotube đa nhân trong quá trình này theo cách tương tự như trong các đĩa nuôi cấy mô bình thường. Dưới điều kiện nuôi cấy tĩnh, các tế bào cơ phân hóa thành các mạng lưới myotube với định hướng rất ít. Việc nuôi cấy các tế bào cơ đang phát triển trên một nền kéo dài đơn hướng khiến các myotube đang phát triển định hướng song song với hướng chuyển động. Ngược lại, việc nuôi cấy các tế bào trên một nền đang trải qua chu trình kéo dài-thư giãn liên tục khiến các myotube đang phát triển định hướng vuông góc với hướng chuyển động. Không loại hoạt động cơ học nào ảnh hưởng đáng kể đến tỷ lệ tăng trưởng tế bào hoặc tỷ lệ hợp nhất myoblast thành myotube. Những kết quả này chỉ ra rằng trong quá trình tạo hình cơ xương in vivo, khi các lực cơ học đáng kể được đặt lên các tế bào cơ xương bởi cả sự kéo dài xương liên tục và bởi các cơn co thắt tự phát, chỉ sự kéo dài xương đóng một vai trò quan trọng trong việc định hướng sợi cho công việc chức năng tiếp theo.
Từ khóa
Tài liệu tham khảo
Belloussou, L. V.; Dorfman, J. G.; Cherdantzev, V. G. Mechanical stresses and morphological patterns in amphibian embryos. J. Embryol. Exp. Morphol. 34:559–574; 1975.
Blechschmidt, E.; Gaser, R. F. Biokinetics and biodynamics of human differentiation. Principles and applications. IL: Charles C. Thomas Publisher; 1897:362.
Bragina, E. E.; Vasiliev, J. M.; Gelfand, I. M. Formation of bundles of microfilaments during spreading of fibroblasts on the substrate. Exp. Cell Res. 97:241–248; 1976.
Bray, D. Axonal growth in response to experimentally applied mechanical tension. Dev. Biol. 102:379–389; 1984.
Buck, R. C. Reorientation response of cells to repeated stretch and recoil of the substratum. Exp. Cell Res. 127:470–474; 1980.
Burton, A. D. Relation of structure to function of the tissues of the wall of blood vessels. Physiol. Rev. 34:619–667; 1954.
Caterson, B.; Lowther, D. A. Changes in the metabolism of the proteoglycan from sheep articular cartilage in response to mechanical stress. Biochim. Biophys. Acta 540:412–423; 1979.
Dartsch, P. C.; Hammerle, H.; Betz, H. Orientation of cultured arterial smooth muscle cells growing on cyclically stretched substrates. Acta Anat. 125:108–113; 1986.
Dartsch, P. C.; Hammerle, H. Orientation response of arterial smooth muscle cells to mechanical stimulation. Eur. J. Cell Biol. 41:339–346; 1986.
De Witt, M. T.; Handley, C. J.; Oates, B. W., et al.In vitro response of chondrocytes to mechanical loading. The effects of short term mechanical tension. Conn. Tissue Res. 12:97–109; 1984.
Ede, D. A.; Gumpel-Pinot, M.; Flint, O. P. Orientated movement of myogenic cells in the avian limb bud and its dependence on presence of the apical ectodermal ridge. In: Kemp, R. B.; Hinchcliffe, U. R., eds. Matrices and cell differentiation. New York: Alan R. Liss; 1984:427–438.
Folkman, J.; Moscona, A. Role of cell shape in growth control. Nature 273:345–349; 1978.
Franke, R. P.; Grafe, M.; Schnittler, H., et al. Induction of human vascular endothelial stress fibers by fluid shear stress. Nature 307:648–649; 1984.
Fry, D. L. Acute vascular endothelial changes associated with increased blood velocity. Circ. Res. 22:165–197; 1968.
Gabbiani, G.; Gabbiani, F.; Lomardi, D., et al. Organization of actin cytoskeleton in normal and regenerating arterial endothelial cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 80:2361–2364; 1983.
Goss, R. J. Regulation of organ and tissue growth. New York: Academic Press; 1972:365.
Holmes, L. B.; Trelstad, R. L. Cell polarity in precartilage mouse limb mesenchyme cells. Dev. Biol. 78:511–520; 1980.
Ives, C. L.; Eskin, S. G.; McIntire, L. V. Mechanical effects on endothelial cell morphology: In vitro assessment. In Vitro 22:500–507; 1986.
Konigsberg, I. R. Diffusion-mediated control of myoblast fusion. Dev. Biol. 26:133–152; 1971.
Landmesser, L. T.; O'Donovan, M. J. Activation patterns of embryonic chick hind limb muscles recordedin ovo and in an isolated spinal cord preparation. J. Physiol. (Lond.) 347:189–204; 1984.
Leung, D. Y. M.; Glagov, S.; Mathews, M. B. A newin vitro system for studying cell response to mechanical stimulation. Different effects of cyclic stretching and agitation of smooth muscle cell biosynthesis. Exp. Cell Res. 109:285–298; 1977.
Luther, P. W.; Peng, H. B.; Lin, J. J. C. Changes in cell shape and actin distribution induced by constant electric fields. Nature 303:61–64; 1983.
Moss, P. S.; Spector, D. H.; Glass, C. A., et al. Streptomycin retards the phenotypic maturation of chick myogenic cells. In Vitro 20:473–478; 1984.
Pitelka, D. R.; Taggart, B. N. Mechanical tension induces lateral movement of intramembrane components of the tight junction: Studies on mouse mammary cells in culture. J. Cell. Biol. 96:606–612; 1983.
Powell, J. A. Development of normal and genetically dystrophic mouse muscle in tissue culture. Prefusion and fusion activities of mouse cells: phase contrast and time-lapse studies. Exp. Cell Res. 80:251–264; 1973.
Sheehan, D. C.; Hrapchak, B. B. Theory and practice of histochemistry. 2nd ed. St. Louis, MO: C. V. Mosby Co.; 1980:143.
Stewart, D. The role of tension in muscle growth. In: Regulation of organ and tissue growth. Goss, R. J. ed. New York: Academic Press; 1972:77–100.
Takenchi, S. Wound healing in the cornea of the chick embryo. IV. Promotion of the migratory activity of isolated corneal epithelium in culture by the application of tension. Dev. Biol. 70:232–240; 1979.
Vandenburgh, H. H. Separation of plasma membrane markers by glycerol-induced blistering of muscle cells. Biochim. Biophys. Acta 466:302–314; 1977.
Vandenburgh, H. H.; Kaufman, S.In vitro model for stretch-induced hypertrophy of skeletal muscle. Science 203:265–268; 1979
Vandenburgh, H. H. Dynamic mechanical orientation of skeletal myofibersin vitro. Dev. Biol. 93:438–443; 1982.
Vandenburgh, H. H. Motion into mass: How does tension stimulate muscle growth? Med. Sci. Sports Exerc. 19:S142-S149; 1987.
Vandenburgh, H. H.; Karlisch, P.; Farr, L. Maintenance of highly contractile tissue-cultured avian skeletal myotubes in collagen gel. In Vitro 24:166–174; 1988.
Weiss, P. Functional adaptation and the role of ground substances in development. Am. Naturalist 118:389–407; 1933.
Zak, R.; Rabinowitz, M. Molecular aspects of cardian hypertrophy. Ann. Rev. Physiol. 41:539–552; 1979.