Nội dung được dịch bởi AI, chỉ mang tính chất tham khảo
Phương pháp bán tự động để phân tích hình ảnh động lực học của biên trong tế bào sống
Tóm tắt
Sự không đối xứng không gian của sự nhấp nhô biên actin góp phần vào quá trình phân cực tế bào và sự di chuyển theo hướng, nhưng các cơ chế mà các yếu tố bên ngoài kiểm soát sự polymer hóa actin gần biên tế bào vẫn chưa rõ ràng. Chúng tôi đã thiết kế một chiến lược phân tích hình ảnh định lượng để đo lường sự phân bố không gian-thời gian của sự nhấp nhô biên actin. Hình ảnh theo thời gian của các tế bào nội mô (ECs) biểu hiện mRFP-actin đã được phân đoạn sử dụng phương pháp đường viền chủ động. Trong các cấu trúc đường hình ảnh có cường độ được định hướng vuông góc với biên tế bào, việc phát hiện đỉnh đã xác định sự phân bố góc của actin polymer hóa trong vòng 1 μm của biên tế bào, mà đã định vị tại lamellipodia và các nếp nhú biên. Các đặc điểm biên liên quan đến filopodia và các sợi căng ngoại vi đã được loại bỏ. Phân tích thống kê hình tròn cho phép phát hiện tính phân cực của tế bào, được chỉ ra bởi sự phân bố đơn dạng của các nếp nhú biên. Để chứng minh phương pháp này, chúng tôi đã phát hiện sự gia tăng nhanh chóng, không theo hướng của sự nhấp nhô biên trong các tế bào EC bị kích thích bằng huyết tương và một sự thay đổi trong hướng nhấp nhô cấu trúc ở các tế bào EC nghỉ ngơi, không phân cực. Phân tích sai số sử dụng hình ảnh kiểm tra mô phỏng cho thấy tính ổn định của phương pháp trước những biến động trong mức độ tiếng ồn hình ảnh, chiều dài cung nhấp nhô biên và gradient cường độ biên. Những đo lường định lượng này về động lực học nhấp nhô biên cho phép điều tra ở quy mô chiều dài tế bào của các cơ chế phân tử cơ bản điều tiết sự lắp ráp actin và phân cực tế bào.
Từ khóa
#nhấp nhô biên actin #tế bào nội mô #phân tích hình ảnh định lượng #phân cực tế bào #động lực học tế bàoTài liệu tham khảo
Boudier, T. Developing a deformation model for complex-shaped contours. Innov. Tech. Biol. Med. 18:1–14, 1997.
Bray, D., and J. G. White. Cortical flow in animal cells. Science 239:883–888, 1988.
Dalous, J., E. Burghardt, A. Muller-Taubenberger, F. Bruckert, G. Gerisch, and T. Bretschneider. Reversal of cell polarity and actin-myosin cytoskeleton reorganization under mechanical and chemical stimulation. Biophys. J. 94:1063–1074, 2008.
Danuser, G., and C. M. Waterman-Storer. Quantitative fluorescent speckle microscopy of cytoskeleton dynamics. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 35:361–387, 2006.
Desmarais, V., I. Ichetovkin, J. Condeelis, and S. E. Hitchcock-Degregori. Spatial regulation of actin dynamics: a tropomyosin-free, actin-rich compartment at the leading edge. J. Cell Sci. 115:4649–4660, 2002.
Dobereiner, H. G., B. J. Dubin-Thaler, J. M. Hofman, H. S. Xenias, T. N. Sims, G. Giannone, M. L. Dustin, C. H. Wiggins, and M. P. Sheetz. Lateral membrane waves constitute a universal dynamic pattern of motile cells. Phys. Rev. Lett. 97:038102, 2006.
Dormann, D., T. Libotte, C. J. Weijer, and T. Bretschneider. Simultaneous quantification of cell motility and protein-membrane-association using active contours. Cell Motil. Cytoskel. 52:221–230, 2002.
Ehringer, W. D., S. Yamany, K. Steier, A. Farag, F. J. Roisen, A. Dozier, and F. N. Miller. Quantitative image analysis of F-actin in endothelial cells. Microcirculation 6:291–303, 1999.
Fisher, N. I. Statistical Analysis of Circular Data. Cambridge: Cambridge University Press, 1993.
Gonzalez, R. C., and R. E. Woods. Digital Image Processing. Reading, MA: Addison-Wesley, 1992.
Gupton, S. L., K. L. Anderson, T. P. Kole, R. S. Fischer, A. Ponti, S. E. Hitchcock-Degregori, G. Danuser, V. M. Fowler, D. Wirtz, D. Hanein, and C. M. Waterman-Storer. Cell migration without a lamellipodium: translation of actin dynamics into cell movement mediated by tropomyosin. J. Cell Biol. 168:619–631, 2005.
Harms, B. D., G. M. Bassi, A. R. Horwitz, and D. A. Lauffenburger. Directional persistence of EGF-induced cell migration is associated with stabilization of lamellipodial protrusions. Biophys. J. 88:1479–1488, 2005.
Helmke, B. P., R. D. Goldman, and P. F. Davies. Rapid displacement of vimentin intermediate filaments in living endothelial cells exposed to flow. Circ. Res. 86:745–752, 2000.
Hinz, B., W. Alt, C. Johnen, V. Herzog, and H. W. Kaiser. Quantifying lamella dynamics of cultured cells by SACED, a new computer-assisted motion analysis. Exp. Cell Res. 251:234–243, 1999.
Hiraoka, Y., J. W. Sedat, D. A. Agard, and D. A. Agard. Determination of three-dimensional properties of a light microscope system: partial confocal behavior in epifluorescence microscopy. Biophys. J. 57:325–333, 1990.
Horwitz, R., and D. Webb. Cell migration. Curr. Biol. 13:R756–R759, 2003.
Katsumi, A., J. Milanini, W. B. Kiosses, M. A. Del Pozo, R. Kaunas, S. Chien, K. M. Hahn, and M. A. Schwartz. Effects of cell tension on the small GTPase Rac. J. Cell Biol. 158:153–164, 2002.
Li, S., P. J. Butler, Y. Wang, Y. Hu, D. C. Han, S. Usami, J.-L. Guan, and S. Chien. The role of the dynamics of focal adhesion kinase in the mechanotaxis of endothelial cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 99:3546, 2002.
Machacek, M., and G. Danuser. Morphodynamic profiling of protrusion phenotypes. Biophys. J. 90:1439–1452, 2006.
Masuda, M., and K. Fujiwara. The biased lamellipodium development and microtubule organizing center position in vascular endothelial cells migrating under the influence of fluid flow. Biol. Cell 77:237–245, 1993.
Pankov, R., Y. Endo, S. Even-Ram, M. Araki, K. Clark, E. Cukierman, and K. M. Yamada. A Rac switch regulates random versus directionally persistent cell migration. J. Cell Biol. 170:793–802, 2005.
Rottner, K., B. Behrendt, J. V. Small, and J. Wehland. VASP dynamics during lamellipodia protrusion. Nat. Cell Biol. 1:321–322, 1999.