LDL bị oxy hóa và glycation ảnh hưởng chọn lọc đến biểu hiện gen và sản xuất protein của chất ức chế metalloproteinase-3 trong tế bào pericyte mao mạch võng mạc của người

Springer Science and Business Media LLC - Tập 50 - Trang 2200-2208 - 2007
J. L. Barth1, Y. Yu2, W. Song2, K. Lu2, A. Dashti2, Y. Huang3,4, W. S. Argraves1, T. J. Lyons2,5
1Department of Cell Biology and Anatomy, Medical University of South Carolina, Charleston, USA
2Section of Endocrinology and Diabetes, University of Oklahoma Health Sciences Center, WP1345, Oklahoma City, USA
3Ralph H. Johnson VA Medical Center, Charleston, USA
4Division of Endocrinology, Diabetes and Medical Genetics, Medical University of South Carolina, Charleston, USA
5VA Medical Center, Oklahoma City, USA

Tóm tắt

Các metalloproteinase trong ma trận (MMPs) và các chất ức chế tự nhiên của chúng, chất ức chế mô của metalloproteinases (TIMPs), điều chỉnh các quá trình sinh học quan trọng bao gồm cân bằng ma trận ngoại bào, phân giải protein bề mặt tế bào, kích hoạt tiền enzym proteinase, sự hình thành mạch máu và viêm. Các nghiên cứu đã chỉ ra rằng sự cân bằng của chúng bị thay đổi trong các mô vi mạch võng mạc ở bệnh tiểu đường. Do các LDL bị biến đổi bởi oxy hóa/glycation có liên quan đến cơ chế bệnh sinh của các biến chứng mạch máu trong tiểu đường, chúng tôi đã nghiên cứu tác động của LDL bị biến đổi lên biểu hiện gen và sản xuất protein của các MMPs và TIMPs trong tế bào pericyte võng mạc. Các tế bào pericyte võng mạc người trạng thái nghỉ đã được tiếp xúc với LDL thuần khiết (N-LDL), LDL glycation (G-LDL) và LDL bị oxy hóa và glycation nặng (HOG-LDL) trong 24 giờ. Chúng tôi đã nghiên cứu biểu hiện của các gen mã hóa cho MMPs và TIMPs thông qua phân tích dữ liệu microarray và PCR định lượng, cũng như mức độ protein thông qua Western blot và ELISA. Phân tích microarray cho thấy MMP1, MMP2, MMP11, MMP14 và MMP25 cùng với TIMP1, TIMP2, TIMP3 và TIMP4 đều được biểu hiện trong các tế bào pericyte. Trong số đó, chỉ có mRNA của TIMP3 cho thấy sự điều chỉnh thay đổi, được biểu hiện ở mức độ thấp hơn đáng kể khi phản ứng với HOG– so với N-LDL. PCR định lượng và phân tích Western blot về các protein tế bào/ma trận đã xác nhận sự giảm sút của mRNA và protein TIMP3 khi phản ứng với HOG-LDL. Trái ngược với protein TIMP3 trong tế bào, phân tích về TIMP1, TIMP2, MMP1 và hoạt tính collagenase chỉ ra không có sự thay đổi trong sản xuất của chúng khi phản ứng với LDL bị biến đổi. Việc điều trị kết hợp với N– và HOG-LDL đã khôi phục biểu hiện mRNA TIMP3 đến mức đáng so sánh với mức sau khi chỉ sử dụng N-LDL. Trong số các gen mã hóa cho MMPs và TIMPs được biểu hiện trong các tế bào pericyte võng mạc, TIMP3 được điều chỉnh một cách đặc biệt bởi HOG-LDL. Sự giảm sút trong biểu hiện TIMP3 có thể góp phần vào các bất thường vi mạch trong bệnh võng mạc tiểu đường.

Từ khóa

#MMPs #TIMPs #LDL bị oxy hóa #bệnh tiểu đường #tế bào pericyte #võng mạc #biểu hiện gen #protein

Tài liệu tham khảo

Visse R, Nagase H (2003) Matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases: structure, function, and biochemistry. Circ Res 92:827–839 An E, Lu X, Flippin J et al (2006) Secreted proteome profiling in human RPE cell cultures derived from donors with age related macular degeneration and age matched healthy donors. J Proteome Res 5:2599–25610 Plantner JJ, Jiang C, Smine A (1998) Increase in interphotoreceptor matrix gelatinase A (MMP-2) associated with age-related macular degeneration. Exp Eye Res 67:637–645 Weber BH, Vogt G, Pruett RC, Stohr H, Felbor U (1994) Mutations in the tissue inhibitor of metalloproteinases-3 (TIMP3) in patients with Sorsby’s fundus dystrophy. Nat Genet 8:352–356 Grant MB, Caballero S, Tarnuzzer RW et al (1998) Matrix metalloproteinase expression in human retinal microvascular cells. Diabetes 47:1311–1317 Das A, McGuire PG, Eriqat C et al (1999) Human diabetic neovascular membranes contain high levels of urokinase and metalloproteinase enzymes. Invest Ophthalmol Vis Sci 40:809–813 Giebel SJ, Menicucci G, McGuire PG, Das A (2005) Matrix metalloproteinases in early diabetic retinopathy and their role in alteration of the blood-retinal barrier. Lab Invest 85:597–607 Descamps FJ, Martens E, Kangave D et al (2006) The activated form of gelatinase B/matrix metalloproteinase-9 is associated with diabetic vitreous hemorrhage. Exp Eye Res 83:401–407 Lyons TJ, Baynes JW, Patrick JS, Colwell JA, Lopes-Virella MF (1986) Glycosylation of low density lipoprotein in patients with type 1 (insulin-dependent) diabetes: correlations with other parameters of glycaemic control. Diabetologia 29:685–689 Tsai EC, Hirsch IB, Brunzell JD, Chait A (1994) Reduced plasma peroxyl radical trapping capacity and increased susceptibility of LDL to oxidation in poorly controlled IDDM. Diabetes 43:1010–1014 Paniagua JA, Lopez-Miranda J, Perez-Martinez P et al (2005) Oxidized-LDL levels are changed during short-term serum glucose variations and lowered with statin treatment in early type 2 diabetes: a study of endothelial function and microalbuminuria. Diabet Med 22:1647–1656 Chisolm GM, Steinberg D (2000) The oxidative modification hypothesis of atherogenesis: an overview. Free Radic Biol Med 28:1815–1826 Song W, Barth JL, Lu K et al (2005) Effects of modified low-density lipoproteins on human retinal pericyte survival. Ann N Y Acad Sci 1043:1–6 Cusick M, Chew EY, Chan CC, Kruth HS, Murphy RP, Ferris FL III (2003) Histopathology and regression of retinal hard exudates in diabetic retinopathy after reduction of elevated serum lipid levels. Ophthalmology 110:2126–2133 Lyons TJ, Li W, Wells-Knecht MC, Jokl R (1994) Toxicity of mildly modified low-density lipoproteins to cultured retinal capillary endothelial cells and pericytes. Diabetes 43:1090–1095 Song W, Barth JL, Yu Y et al (2005) Effects of oxidized and glycated LDL on gene expression in human retinal capillary pericytes. Invest Ophthalmol Vis Sci 46:2974–2982 Li C, Wong WH (2001) Model-based analysis of oligonucleotide arrays: expression index computation and outlier detection. Proc Natl Acad Sci USA 98:31–36 Jenkins AJ, Velarde V, Klein RL et al (2000) Native and modified LDL activate extracellular signal-regulated kinases in mesangial cells. Diabetes 49:2160–2169 Vranka JA, Johnson E, Zhu X et al (1997) Discrete expression and distribution pattern of TIMP-3 in the human retina and choroid. Curr Eye Res 16:102–110 Greene J, Wang M, Liu YE, Raymond LA, Rosen C, Shi YE (1996) Molecular cloning and characterization of human tissue inhibitor of metalloproteinase 4. J Biol Chem 271:30375–30380 Huang Y, Mironava M, Lopes-Virella MF (1999) Oxidized LDL stimulates matrix metalloproteinase-1 expression in human vascular endothelial cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol 19:2640–2647 Game BA, Maldonado A, He L, Huang Y (2005) Pioglitazone inhibits MMP-1 expression in vascular smooth muscle cells through a mitogen-activated protein kinase-independent mechanism. Atherosclerosis 2005 178:249–256 Lyons TJ, Jenkins AJ, Zheng D et al (2004) Diabetic retinopathy and serum lipoprotein subclasses in the DCCT/EDIC cohort. Invest Ophthalmol Vis Sci 45:910–918 Jenkins AJ, Lyons TJ, Zheng D et al (2003) Lipoproteins in the DCCT/EDIC cohort: associations with diabetic nephropathy. Kidney Int 64:817–828 van Leiden HA, Dekker JM, Moll AC et al (2002) Blood pressure, lipids, and obesity are associated with retinopathy: the Hoorn study. Diabetes Care 25:1320–1325 Misra A, Kumar S, Kishore Vikram N, Kumar A (2003) The role of lipids in the development of diabetic microvascular complications: implications for therapy. Am J Cardiovasc Drugs 3:325–338 Chen W, Jump DB, Grant MB, Esselman WJ, Busik JV (2003) Dyslipidemia, but not hyperglycemia, induces inflammatory adhesion molecules in human retinal vascular endothelial cells. Invest Ophthalmol Vis Sci 44:5016–5022 Barile GR, Pachydaki SI, Tari SR et al (2005) The RAGE axis in early diabetic retinopathy. Invest Ophthalmol Vis Sci 46:2916–2924 Lupo G, Anfuso CD, Ragusa N, Strosznajder RP, Walski M, Alberghina M (2001) t-Butyl hydroperoxide and oxidized low density lipoprotein enhance phospholipid hydrolysis in lipopolysaccharide-stimulated retinal pericytes. Biochim Biophys Acta 1531:143–155 Qaum T, Xu Q, Joussen AM et al (2001) VEGF-initiated blood-retinal barrier breakdown in early diabetes. Invest Ophthalmol Vis Sci 42:2408–2413 Smith EB, Staples EM (1982) Plasma protein concentrations in interstitial fluid from human aortas. Proc R Soc Lond B Biol Sci 217:59–75 Fedak PW, Altamentova SM, Weisel RD et al (2002) Matrix remodeling in experimental and human heart failure: a possible regulatory role for TIMP-3. Am J Physiol Heart Circ Physiol 284:H626–H634 Leeson TS (1979) Rat retinal blood vessels. Can J Ophthalmol 14:21–28 Carlson EC (1989) Fenestrated subendothelial basement membranes in human retinal capillaries. Invest Ophthalmol Vis Sci 30:1923–1932 Crocker DL, Murad TM, Geer JC (1970) Role of the pericyte in wound healing. An ultrastructural study. Exp Mol Pathol 13:90–94 Orlidge A, D’Amore PA (1987) Inhibition of capillary endothelial cell growth by pericytes and smooth muscle cells. J Cell Biol 105:1455–1462 Sato Y, Rifkin DB (1989) Inhibition of endothelial cell movement by pericytes and smooth muscle cells: activation of a latent transforming growth factor-beta-like molecule by plasmin during co-culture. J Cell Biol 109:309–315 Watanabe S, Morisaki N, Tezuka M et al (1997) Cultured retinal pericytes stimulate in vitro angiogenesis of endothelial cells through secretion of a fibroblast growth factor-like molecule. Atherosclerosis 130:101–107 Shepro D, Morel NM (1993) Pericyte physiology. FASEB J 7:1031–1038 Hammes HP (2005) Pericytes and the pathogenesis of diabetic retinopathy. Horm Metab Res 37(Suppl 1):39–43 Kuwabara T, Cogan DG (1963) Retinal vascular patterns. VI. Mural cells of the retinal capillaries. Arch Ophthalmol 69:492–502 Robison WG Jr, Nagata M, Tillis TN, Laver N, Kinoshita JH (1989) Aldose reductase and pericyte-endothelial cell contacts in retina and optic nerve. Invest Ophthalmol Vis Sci 30:2293–2299 Saunders WB, Bohnsack BL, Faske JB (2006) Coregulation of vascular tube stabilization by endothelial cell TIMP-2 and pericyte TIMP-3. J Cell Biol 175:179–191 Qi JH, Ebrahem Q, Moore N et al (2003) A novel function for tissue inhibitor of metalloproteinases-3 (TIMP3): inhibition of angiogenesis by blockage of VEGF binding to VEGF receptor-2. Nat Med 9:407–415 Mohammed FF, Smookler DS, Taylor SE et al (2004) Abnormal TNF activity in Timp3−/− mice leads to chronic hepatic inflammation and failure of liver regeneration. Nat Genet 36:969–977 Joussen AM, Poulaki V, Le ML et al (2004) A central role for inflammation in the pathogenesis of diabetic retinopathy. FASEB J 18:1450–1452 Federici M, Hribal ML, Menghini R et al (2005) Timp3 deficiency in insulin receptor-haploinsufficient mice promotes diabetes and vascular inflammation via increased TNF-alpha. J Clin Invest 115:3494–3505 Federici M, Menghini R, Perego L et al (2006) Reduced TIMP3 levels in atherosclerotic plaques from patients affected by altered glucose tolerance. ADA Annual Scientific Sessions Abstracts, 657-P (Abstr) Fabunmi RP, Sukhova GK, Sugiyama S, Libby P (1998) Expression of tissue inhibitor of metalloproteinases-3 in human atheroma and regulation in lesion-associated cells: a potential protective mechanism in plaque stability. Circ Res 83:270–278